2)实验方法：称取4.1克营养琼脂培养基，倒入三角烧瓶中，加入用量筒量取的100ml 蒸馏水，用玻璃棒搅拌稀释后，用棉塞塞住三角烧瓶，待灭菌，灭菌后温度下降至40~50℃ 时倒平板。 4·致病菌感染和分离时所用器械灭菌 1)实验材料：剪刀（每组3把），镊子（每组3把），注射器（每组3只），针头（每 组5只)，滴管（每组3个），铝盒（每组1个）。 2)实验方法：洗净所有的器械装入铝盒中灭菌，备用。 (二)致病菌的人工感染 1)实验材料：嗜水气单胞菌斜面（每组2支），试管架(1个)酒精棉球(1瓶)，无 菌生理盐水，灭菌空试管，麦氏比浊管。 2)实验方法：用装有针头的注射器（或无南吸管），吸取无南生理盐水，滴注到培养有嗜 水气单胞菌的斜面上，振荡使斜面上的菌落洗下（或用灭菌接种环轻轻刮下），倒入灭菌空 试管中，用无菌生理盐水稀释调节菌浓度，与麦氏比浊管进行比色，使菌浓度达到2.1×10 9个细菌/ml(21亿)，用灭菌注射器抽取菌悬液，待人工感染时用。注射部位在鱼的 背鳍前端与侧线之间的中部区域。用酒精棉球在注射部位擦拭进行体表消毒后进行肌肉注 射。针尖斜向鱼的头部，与鱼体成30°左右的角度插入肌肉，注射深度在1~1.5cm。 每尾鱼注射量为0.6ml，每天观察鱼的发病及症状等情祝并做好记录。 (三)致病曲分离 1·实验材料：灭菌的剪刀（每组3把），镊子（每组3把），解剖刀，接种环，营养琼 脂培养基平板(4只)。 2·实验方法：将具有症状的活鱼或刚死的鱼，放在瓷盘中，用拧干的酒精棉球在病鱼体表 进行消毒，用剪刀从靠近肛门的地方向上剪开再沿侧线向前剪开，至鰓腔后缘，向下剪至胸 鳍基部。用无菌镊子揭开腹壁，暴露腹腔。解剖刀上的刀片在火焰上烧灼后，迅速压印在鱼 的肝（或肾）表面灭茵，再用烧灼后的接种环在肝（或肾）地灭菌处插入脏器内，旋转1~2 ）实验方法：称取 4.1 克 营养琼脂培养基，倒入三角烧瓶中，加入用量筒量取的 100ml 蒸馏水，用玻璃棒搅拌稀释后，用棉塞塞住三角烧瓶，待灭菌，灭菌后温度下降至 40 ～ 50℃ 时倒平板。 4 ．致病菌感染和分离时所用器械灭菌 1 ）实验材料：剪刀（每组 3 把），镊子（每组 3 把），注射器（每组 3 只），针头（每 组 5 只），滴管（每组 3 个），铝盒（每组 1 个）。 2 ）实验方法：洗净所有的器械装入铝盒中灭菌，备用。 （二）致病菌的人工感染 1) 实验材料：嗜水气单胞菌斜面（每组 2 支），试管架（ 1 个）酒精棉球（ 1 瓶），无 菌生理盐水，灭菌空试管，麦氏比浊管。 2 ）实验方法：用装有针头的注射器（或无菌吸管），吸取无菌生理盐水，滴注到培养有嗜 水气单胞菌的斜面上，振荡使斜面上的菌落洗下（或用灭菌接种环轻轻刮下），倒入灭菌空 试管中，用无菌生理盐水稀释调节菌浓度，与麦氏比浊管进行比色，使菌浓度达到 2.1×10 9 个细菌 /ml （ 21 亿），用灭菌注射器抽取菌悬液，待人工感染时用。注射部位在鱼的 背鳍前端与侧线之间的中部区域。用酒精棉球在注射部位擦拭进行体表消毒后进行肌肉注 射。针尖斜向鱼的头部，与鱼体成 30° 左右的角度插入肌肉，注射深度在 1 ～ 1.5 cm 。 每尾鱼注射量为 0.6 ml ，每天观察鱼的发病及症状等情况并做好记录。 （三）致病菌分离 1 ．实验材料：灭菌的剪刀（每组 3 把），镊子（每组 3 把），解剖刀，接种环，营养琼 脂培养基平板（ 4 只）。 2 ．实验方法：将具有症状的活鱼或刚死的鱼，放在瓷盘中，用拧干的酒精棉球在病鱼体表 进行消毒，用剪刀从靠近肛门的地方向上剪开再沿侧线向前剪开，至鳃腔后缘，向下剪至胸 鳍基部。用无菌镊子揭开腹壁，暴露腹腔。解剖刀上的刀片在火焰上烧灼后，迅速压印在鱼 的肝（或肾）表面灭菌，再用烧灼后的接种环在肝（或肾）地灭菌处插入脏器内，旋转 1 ～