1.活材料:培养3-5天的胶质芽胞杆菌( Bacillus mucilaginosus,俗称“钾细菌”)。该菌在甘露醇作碳 源的培养基上生长时,荚膜丰厚。 2.染色液和试剂: Tyler法染色液:(见附二、(一)、14)、用滤纸过滤后的绘图墨水、复红染色液(见 附二、(一)、2)、黑素(见附二、(一)、7)、6%葡萄糖水溶液、1%甲基紫水溶液、甲醇、20%CuS0水 溶液、香柏油、二甲苯 3.器材:载玻片、玻片搁架,擦镜纸、显微镜等。 (四)实验方法 推荐以下四种染色法,其中以湿墨水方法较简便,并且适用于各种有荚膜的细菌。如用相差显微镜检查则效 果更佳。 1.负染色法 (1)制片:取洁净的载玻片一块,加蒸馏水一滴,取少量菌体放入水滴中混匀并涂布。 (2)干燥:将涂片放在空气中晾干或用电吹风冷风吹干。 (3)染色:在涂面上加复红染色液染色2-3min。 (4)水洗:用水洗去复红染液 (5)干燥:将染色片放空气中晾干或用电吹风冷风吹干。 (6)涂黑素:在染色涂面左边加一小滴黑素,用一边缘光滑的载玻片轻轻接触黑素,使黑素沿玻片边缘散 开,然后向右一拖,使黑素在染色涂面上成为一薄层,并迅速风干 (7)镜检:先低倍镜,再高倍镜观察 结果:背影灰色,菌体红色,荚膜无色透明。 2.湿墨水法 (1)制菌液:加1滴墨水于洁净的载玻片上,挑少量菌体与其充分混合均匀。 (2)加盖玻片放一清洁盖玻片于混合液上,然后在盖玻片上放一张滤纸,向下轻压,吸去多余的菌液 (3)镜检:先用低倍镜、再用高倍镜观察。 结果:背景灰色,菌体较暗,在其周围呈现一明亮的透明圈即为荚膜。 3.干墨水法 (1)制菌液:加1滴6%葡萄糖液于洁净载玻片一端,挑少量胶质芽胞杆菌与其充分混合,再加1环墨水 充分混匀 (2)制片:左手执玻片,右手另拿一边缘光滑的载玻片,将载玻片的一边与菌液接触,使菌液沿玻片接触 处散开,然后以30度角,迅速而均匀地将菌液拉向玻片的一端,使菌液铺成一薄膜。 (3)干燥:空气中自然干燥 (4)固定:用甲醇浸没涂片,固定1min,立即倾去甲醇。 (5)干燥:在酒精灯上方,用文火干燥 (6)染色:用甲基紫染1-2min (7)水洗:用自来水轻洗,自然干燥。 (8)镜检:先用低倍镜再高倍镜观察。 结果:背景灰色,菌体紫色,荚膜呈一清晰透明圈。 4. Tyler法 (1)涂片:按常规法涂片,可多挑些菌体与水充分混合,并将粘稠的菌液尽量涂开,但涂布的面积不宜过 大 (2)干燥:在空气中自然干燥。 (3)染色:用 Tyler染色液染5-7min (4)脱色:用20%CuS0水溶液洗去结晶紫,脱色要适度(冲洗2遍)。用吸水纸吸干,并立即加1-2滴香 柏油于涂片处,以防止CuS04结晶的形成 (5)镜检:先用低倍镜再用高倍镜观察。观察完毕后注意用二甲苯擦去镜头上的香柏油 结果:背景蓝紫色,菌体紫色,荚膜无色或浅紫色1.活材料：培养 3-5 天的胶质芽胞杆菌（Bacillus mucilaginosus，俗称“钾细菌”）。该菌在甘露醇作碳 源的培养基上生长时，荚膜丰厚。 2.染色液和试剂 ：Tyler 法染色液：（见附二、（一）、14）、用滤纸过滤后的绘图墨水、复红染色液（见 附二、（一）、2）、黑素（见附二、（一）、7）、6%葡萄糖水溶液、1%甲基紫水溶液、甲醇、20%CuSO4 水 溶液、香柏油、二甲苯。 3.器材： 载玻片、玻片搁架， 擦镜纸、显微镜等。 （四）实验方法 推荐以下四种染色法，其中以湿墨水方法较简便，并且适用于各种有荚膜的细菌。如用相差显微镜检查则效 果更佳。 1.负染色法： （1）制片：取洁净的载玻片一块，加蒸馏水一滴，取少量菌体放入水滴中混匀并涂布。 （2）干燥：将涂片放在空气中晾干或用电吹风冷风吹干。 （3）染色：在涂面上加复红染色液染色 2—3min。 （4）水洗：用水洗去复红染液。 （5）干燥：将染色片放空气中晾干或用电吹风冷风吹干。 （6）涂黑素：在染色涂面左边加一小滴黑素，用一边缘光滑的载玻片轻轻接触黑素，使黑素沿玻片边缘散 开，然后向右一拖，使黑素在染色涂面上成为一薄层，并迅速风干。 （7）镜检：先低倍镜，再高倍镜观察。 结果：背影灰色，菌体红色，荚膜无色透明。 2.湿墨水法 （1）制菌液：加 1 滴墨水于洁净的载玻片上，挑少量菌体与其充分混合均匀。 （2）加盖玻片 放一清洁盖玻片于混合液上，然后在盖玻片上放一张滤纸，向下轻压，吸去多余的菌液。 （3）镜检：先用低倍镜、再用高倍镜观察。 结果：背景灰色，菌体较暗，在其周围呈现一明亮的透明圈即为荚膜。 3.干墨水法 （1）制菌液：加 1 滴 6%葡萄糖液于洁净载玻片一端，挑少量胶质芽胞杆菌与其充分混合，再加 1 环墨水， 充分混匀。 （2）制片：左手执玻片，右手另拿一边缘光滑的载玻片，将载玻片的一边与菌液接触，使菌液沿玻片接触 处散开，然后以 30 度角，迅速而均匀地将菌液拉向玻片的一端，使菌液铺成一薄膜。 （3）干燥：空气中自然干燥。 （4）固定：用甲醇浸没涂片，固定 1 min，立即倾去甲醇。 （5）干燥：在酒精灯上方，用文火干燥。 （6）染色：用甲基紫染 1—2min。 （7）水洗：用自来水轻洗，自然干燥。 （8）镜检：先用低倍镜再高倍镜观察。 结果：背景灰色，菌体紫色，荚膜呈一清晰透明圈。 4.Tyler 法 （1）涂片：按常规法涂片，可多挑些菌体与水充分混合，并将粘稠的菌液尽量涂开，但涂布的面积不宜过 大。 （2）干燥：在空气中自然干燥。 （3）染色：用 Tyler 染色液染 5—7min。 （4）脱色：用 20%CuSO4 水溶液洗去结晶紫，脱色要适度（冲洗 2 遍）。用吸水纸吸干，并立即加 1—2 滴香 柏油于涂片处，以防止 CuSO4 结晶的形成。 （5）镜检：先用低倍镜再用高倍镜观察。观察完毕后注意用二甲苯擦去镜头上的香柏油。 结果：背景蓝紫色，菌体紫色，荚膜无色或浅紫色