实验1实验动物的捉持法和给药法 常用实验动物的捉持法 1.蛙和蟾蜍 通常以左手握持,用食指和中指夹住左前肢,拇指压住右前肢,右手将下肢拉直,左手用无名指 及小指夹住(图1) 图1蟾蜍捉持法 2.小鼠 (1)双手法:右手提鼠尾,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,向后方轻拉鼠尾,使小鼠前肢固定在 粗糙面上。迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤,无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和 尾部,便可将小鼠牢固捉持(图2)。 图2小鼠双手捉持法 (2)单手法:小鼠置于笼盖上,先用左手食指和拇指抓住鼠尾,后手掌尺侧和小指夹住鼠尾, 然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤(图3)
实验 1 实验动物的捉持法和给药法 一、常用实验动物的捉持法 1．蛙和蟾蜍 通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢，右手将下肢拉直，左手用无名指 及小指夹住（图 1）。 图 1 蟾蜍捉持法 2．小鼠 （1）双手法：右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在 粗糙面上。迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和 尾部，便可将小鼠牢固捉持（图 2）。 图 2 小鼠双手捉持法 （2）单手法：小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和小指夹住鼠尾， 然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图 3）
图3小鼠单手捉持法 3.大鼠 大鼠容易激怒咬人,捉持时应戴防护手套。先用右手抓住鼠尾,再用左手拇指和食指握住头部, 其余手指与掌部握住背部和腹部。注意不要捏其颈部,以防用力过大、过久,窒息死亡 4.家兔 只手抓住兔颈背部皮肤,将兔轻轻提起,另一只手托住臀部,使兔呈蹲坐姿势(图4)。切不 可用手握持双耳提起兔子。 a 图4家兔捉持法 5.豚鼠 豚鼠性情温和,不咬人,用手轻轻握住身体即可抓起, 6.猫 应戴好防护手套。轻声呼唤,慢慢将手伸入猫笼,轻抚猫头、颈和背部,一只手抓住颈背部皮肤, 另一只手抓住腰背部。性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持,操作中应防其利爪和牙齿伤人 狗 驯服的狗可戴上特制嘴套,用绳带固定于耳后颈部:凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部,然 后套上嘴套。狗嘴也可用绳带固定,操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结,再绕到颈后部打结, 以防绳带滑落。狗麻醉后四肢固定于手术台上,取下嘴套或绳带,将一金属棒经两侧嘴角,穿过 口腔压于舌上,再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴,并固定于手术台上。应将狗舌拉出口腔,以防窒 、常用实验动物给药法 1.经口给药法 此法有口服与灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。口服法可将药物放入饲
图 3 小鼠单手捉持法 3. 大鼠 大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护手套。先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部， 其余手指与掌部握住背部和腹部。注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，窒息死亡。 4．家兔 一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势（图 4）。切不 可用手握持双耳提起兔子。 图 4 家兔捉持法 5．豚鼠 豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起。 6. 猫 应戴好防护手套。轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只手抓住颈背部皮肤， 另一只手抓住腰背部。性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操作中应防其利爪和牙齿伤人。 7. 狗 驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部；凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部，然 后套上嘴套。狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结，再绕到颈后部打结， 以防绳带滑落。狗麻醉后四肢固定于手术台上，取下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过 口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴，并固定于手术台上。应将狗舌拉出口腔，以防窒 息。 二、常用实验动物给药法 1. 经口给药法 此法有口服与灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。口服法可将药物放入饲
料或溶于饮水中令动物自由摄取。若为保证剂量准确,可应用灌胃法 (1)灌胃法 小鼠:左手捉持小鼠,腹部朝上,右手持灌胃管经口角插入口腔,使灌胃管与食管成一直线,再 沿上颚壁缓慢插入食管,稍感有阻力时(大约灌胃管插入1/2),如动物安静,呼吸无异常,即 可注入药液。如遇阻力应抽出灌胃管重新插入,若药液误注气管,小鼠可立即死亡。一次灌注药 量0.1-0.3ml/10g体重。操作宜轻柔,防止损伤食管(图5)。灌胃管可用粗大的注射针头制 作,磨钝针尖制成,管长4-5cm,直径1m,连接于1-2m1注射器上即成。 图5小鼠灌胃法 大鼠:左手捉持大鼠,右手持灌胃器,灌胃方法与小鼠相同。若两人合作时,可由助手协助固定 后肢与尾巴。但灌胃管必须长6-8cm,直径1.2m,尖端呈球状,并安装在5-10m1的注射器上 注药前应回抽注射器,证明未插入气管(无空气逆流)方可注入药液。一次投药量1-2m1/100g 体重。 家兔:需两人合作,一人坐好将兔躯体夹于两腿之间,左手紧握双耳固定头部,右手抓住两前肢 固定前身,使兔头稍向后仰;另一人将木或竹制开口器横放于兔口中,将兔舌压住,以8号导尿 管经开口器中央小孔,沿上颚壁慢慢插入食管15-18cm。为避免误入气管,可将导尿管外口端 放入清水杯中,无气泡逸出方可注入药液,并应再注入少量清水以保证管内药液全部进入胃内。 灌毕,慢慢拔出导尿管取出开口器(图6)。 开口器 图6家兔灌胃法
料或溶于饮水中令动物自由摄取。若为保证剂量准确，可应用灌胃法。 （1）灌胃法 小鼠：左手捉持小鼠，腹部朝上，右手持灌胃管经口角插入口腔，使灌胃管与食管成一直线，再 沿上颚壁缓慢插入食管，稍感有阻力时(大约灌胃管插入 1／2)，如动物安静，呼吸无异常，即 可注入药液。如遇阻力应抽出灌胃管重新插入，若药液误注气管，小鼠可立即死亡。一次灌注药 量 0.1－0.3ml／10g 体重。操作宜轻柔，防止损伤食管（图 5）。灌胃管可用粗大的注射针头制 作，磨钝针尖制成，管长 4-5cm，直径 1mm，连接于 1-2ml 注射器上即成。 图 5 小鼠灌胃法 大鼠：左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相同。若两人合作时，可由助手协助固定 后肢与尾巴。但灌胃管必须长 6－8cm，直径 1.2mm，尖端呈球状，并安装在 5－10ml 的注射器上。 注药前应回抽注射器，证明未插入气管（无空气逆流）方可注入药液。一次投药量 1—2ml／100g 体重。 家兔：需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住两前肢 固定前身，使兔头稍向后仰；另一人将木或竹制开口器横放于兔口中，将兔舌压住，以 8 号导尿 管经开口器中央小孔，沿上颚壁慢慢插入食管 15－18cm。为避免误入气管，可将导尿管外口端 放入清水杯中，无气泡逸出方可注入药液，并应再注入少量清水以保证管内药液全部进入胃内。 灌毕，慢慢拔出导尿管取出开口器（图 6）。 图 6 家兔灌胃法
豚鼠:如用灌胃器,灌胃法与大鼠相同。如用开口器和导尿管,操作方法与兔灌胃法相同 猫和狗:灌胃方法与兔相似,将导尿管从鼻腔或口腔经食管插入胃内给药。操作时应防止动物咬 伤与抓伤 (2)口服法 片剂药物可在扒开动物上下齿列后,用镊子夹住药物放在舌根部,迅速合起上下颌即可咽下药物。 给药前若先以水湿润口腔内部,更易咽下 液体药物可在轻轻固定动物头部后,从口角齿列间注入药液,动物多能自动咽下。溶于水的药物 也可加入饮水中口服,不溶于水的药物可加入饲料中给药。但这两种给药法必须是无味的药物 且难以保证剂量准确。 2.注射给药法 (1)皮下注射法: 小鼠:一般需两人合作,一人把小鼠头与鼠尾牵向两端并固定,另一人左手提起背部皮肤,右手 持注射器刺入皮下,若针头容易向左右摆动即可注入药液。拔针时左手捏住针刺部位,防止药液 外漏(图7)。一人操作可把小鼠放在金属网上,左手拉鼠尾,小鼠以其习性向前移动,此时右 手持注射器从头端向尾部刺入背部皮下。注药量0.1-0.3ml/10g体重 图7小鼠皮下注射法 大鼠:以捉持法握住大鼠,于背部或大腿拉起皮肤,将注射针刺入皮下。一次注射药量小于 1.0m1/100g体重 家兔:左手将兔背部皮肤提起,右手持注射器,针尖刺人皮下松开左手,进行注射。 豚鼠:注射部位可选用大腿内侧面、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常为大腿内侧面注射。 般需两人合作,一人固定豚鼠,一人进行注射 猫:将臀部皮肤拉起,将注射针刺入皮肤与肌肉之间,注入药液。 犬:将犬的颈部或背部皮肤拉起,注射针刺入皮下进行注射。 (2)皮内注射法: 先将注射部位剪去毛。左手绷紧皮肤,右手持注射器,小于15°角刺入皮内,注射药液,注射 处出现一白色小皮丘 (3)腹腔注射法 小鼠:左手捉持小鼠,腹部向上,右手将注射器针头剌入皮肤,其部位是距离下腹部腹白线稍向 左或右的位置。向前推进3—5mm,接着使注射器针头与皮肤呈45°角刺入腹肌,继续向前刺人
豚鼠：如用灌胃器，灌胃法与大鼠相同。如用开口器和导尿管，操作方法与兔灌胃法相同。 猫和狗：灌胃方法与兔相似，将导尿管从鼻腔或口腔经食管插入胃内给药。操作时应防止动物咬 伤与抓伤。 （2）口服法 片剂药物可在扒开动物上下齿列后，用镊子夹住药物放在舌根部，迅速合起上下颌即可咽下药物。 给药前若先以水湿润口腔内部，更易咽下。 液体药物可在轻轻固定动物头部后，从口角齿列间注入药液，动物多能自动咽下。溶于水的药物 也可加入饮水中口服，不溶于水的药物可加入饲料中给药。但这两种给药法必须是无味的药物， 且难以保证剂量准确。 2. 注射给药法 （1）皮下注射法： 小鼠：一般需两人合作，一人把小鼠头与鼠尾牵向两端并固定，另一人左手提起背部皮肤，右手 持注射器刺入皮下，若针头容易向左右摆动即可注入药液。拔针时左手捏住针刺部位，防止药液 外漏（图 7）。一人操作可把小鼠放在金属网上，左手拉鼠尾，小鼠以其习性向前移动，此时右 手持注射器从头端向尾部刺入背部皮下。注药量 0.1－0.3 ml/10g 体重。 图 7 小鼠皮下注射法 大鼠：以捉持法握住大鼠，于背部或大腿拉起皮肤，将注射针刺入皮下。一次注射药量小于 1.0ml/100g 体重。 家兔：左手将兔背部皮肤提起，右手持注射器，针尖刺人皮下松开左手，进行注射。 豚鼠：注射部位可选用大腿内侧面、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常为大腿内侧面注射。 一般需两人合作，一人固定豚鼠，一人进行注射。 猫：将臀部皮肤拉起，将注射针刺入皮肤与肌肉之间，注入药液。 犬：将犬的颈部或背部皮肤拉起，注射针刺入皮下进行注射。 （2）皮内注射法： 先将注射部位剪去毛。左手绷紧皮肤，右手持注射器，小于 15°角刺入皮内，注射药液，注射 处出现一白色小皮丘。 （3）腹腔注射法： 小鼠：左手捉持小鼠，腹部向上，右手将注射器针头刺入皮肤，其部位是距离下腹部腹白线稍向 左或右的位置。向前推进 3—5mm，接着使注射器针头与皮肤呈 45°角刺入腹肌，继续向前刺人
通过腹肌进入腹腔后抵抗消失,这时即可轻轻注入药液。小鼠的一次注射量为0.1-0.2m1/10g 体重(图8) 图8小鼠腹腔注射法 大鼠:腹腔注射与小鼠相同。注射量为1-2m1/100g体重。 豚鼠、猫、免等:豚鼠、猫腹腔注射部位同小鼠。兔在下腹部近腹白线左右两侧约1cm处,犬在 脐后腹白线侧边1-2cm处注射为宜。 (4)静脉注射法: 大鼠和小鼠:一般采用尾静脉注射,事先将小鼠和大鼠置于固定的筒内或铁丝罩内,或扣于烧杯 内,使尾巴露出,于45—50℃温水中浸泡、或用60-100瓦电灯泡烘烤、或用75%酒精棉球擦之 使血管扩张,选择尾巴左右两侧静脉注射,注射时若出现隆起的白色皮丘,说明未注入血管,应 重新向尾根部移动注射。一次注射量小鼠为0.05-0.1m/10g体重(图9)。注射完毕后用棉球 按压止血。 图9小鼠尾静脉注射法 家兔:一般采用耳缘静脉注射。可用酒精棉球涂擦耳部边缘静脉,或用电灯泡烘烤兔耳使血管扩 张。以左手指在兔耳下作垫,右手持注射器,针头经皮下进入血管。注射时若无阻力或无发生隆 起现象,说明针头在血管内,注射完毕,压住针眼,拔去针头,继续压迫数分钟止血(图10)
通过腹肌进入腹腔后抵抗消失，这时即可轻轻注入药液。小鼠的一次注射量为 0.1—0.2m1/10g 体重（图 8）。 图 8 小鼠腹腔注射法 大鼠：腹腔注射与小鼠相同。注射量为 1—2ml/100g 体重。 豚鼠、猫、免等：豚鼠、猫腹腔注射部位同小鼠。兔在下腹部近腹白线左右两侧约 lcm 处，犬在 脐后腹白线侧边 1—2cm 处注射为宜。 （4）静脉注射法： 大鼠和小鼠：一般采用尾静脉注射，事先将小鼠和大鼠置于固定的筒内或铁丝罩内，或扣于烧杯 内，使尾巴露出，于 45—50℃温水中浸泡、或用 60-100 瓦电灯泡烘烤、或用 75％酒精棉球擦之， 使血管扩张，选择尾巴左右两侧静脉注射，注射时若出现隆起的白色皮丘，说明未注入血管，应 重新向尾根部移动注射。一次注射量小鼠为 0.05—0.1ml/10g 体重（图 9）。注射完毕后用棉球 按压止血。 图 9 小鼠尾静脉注射法 家兔：一般采用耳缘静脉注射。可用酒精棉球涂擦耳部边缘静脉，或用电灯泡烘烤兔耳使血管扩 张。以左手指在兔耳下作垫，右手持注射器，针头经皮下进入血管。注射时若无阻力或无发生隆 起现象，说明针头在血管内，注射完毕，压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟止血（图 10）
图10家兔耳缘静脉注射法 豚鼠:一般用前肢皮下头静脉注射,后肢小隐静脉注射也可以。接近下部比较容易刺入静脉。注 射量一般不超过2m1 猫:一般采用前肢皮下头静脉注射。注射前先将猫装入固定袋或笼内,左手抓住前肢,酒精棉球 涂擦后,从前肢的末稍端将注射器针头刺入静脉。证实针在静脉内后,即可注射 犬:可选用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。以手或橡皮带把静脉向心端扎紧,使血管充血。 酒精棉球涂檫后,针头向近心端剌入静脉,回抽针栓,倘有回血即可推注药液(图11)。 图11犬后肢外侧小隐静脉(左)和前肢背侧皮下头静脉(右)注射法 (5)肌肉注射法: 兔、猫、犬选择两侧臀部或股部肌肉。在固定动物后,注射器与肌肉成60°角,一次刺入肌肉 注射,但应避免针刺入肌肉血管内。注射完后轻轻按摩注射部位,以助药物吸收。小鼠、大鼠、 豚鼠因肌肉较小,较少采用肌肉注射,若有必须,以股部肌肉较适,用量不宜过大,特别是小鼠, 每侧不宜超过0.1m1 (6)椎管内注射法 兔:在腰骶部位剪去毛,酒精棉球涂檫。一人固定兔体并将兔臀部向腹侧弯曲,使腰骶部凸出, 以增大脊突间隙。一人右手持注射器,将针头自第一骶骨前面正中轻轻刺入,当刺到椎管时有似 刺透硬膜感觉,此时兔尾巴随针刺而动,或后肢有跳动,则证明刺入椎管,即可注射。一般一只 兔注药量为0.5-1.0m1(图12)
图 10 家兔耳缘静脉注射法 豚鼠：一般用前肢皮下头静脉注射，后肢小隐静脉注射也可以。接近下部比较容易刺入静脉。注 射量一般不超过 2ml。 猫：一般采用前肢皮下头静脉注射。注射前先将猫装入固定袋或笼内，左手抓住前肢，酒精棉球 涂擦后，从前肢的末稍端将注射器针头刺入静脉。证实针在静脉内后，即可注射。 犬：可选用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。以手或橡皮带把静脉向心端扎紧，使血管充血。 酒精棉球涂檫后，针头向近心端刺入静脉，回抽针栓，倘有回血即可推注药液（图 11）。 图 11 犬后肢外侧小隐静脉(左)和前肢背侧皮下头静脉(右)注射法 （5）肌肉注射法： 兔、猫、犬选择两侧臀部或股部肌肉。在固定动物后，注射器与肌肉成 60°角，一次刺入肌肉 注射，但应避免针刺入肌肉血管内。注射完后轻轻按摩注射部位，以助药物吸收。小鼠、大鼠、 豚鼠因肌肉较小，较少采用肌肉注射，若有必须，以股部肌肉较适，用量不宜过大，特别是小鼠， 每侧不宜超过 0.1ml。 （6）椎管内注射法： 兔：在腰骶部位剪去毛，酒精棉球涂檫。一人固定兔体并将兔臀部向腹侧弯曲，使腰骶部凸出， 以增大脊突间隙。一人右手持注射器，将针头自第一骶骨前面正中轻轻刺入，当刺到椎管时有似 刺透硬膜感觉，此时兔尾巴随针刺而动，或后肢有跳动，则证明刺入椎管，即可注射。一般一只 兔注药量为 0.5—1.0ml （图 12）
图12兔椎管内注射法 (7)淋巴囊内注射: 蛙及蟾蜍皮下有多个淋巴囊(图13),对药物易吸收。一般将药物注射于胸、腹或股淋巴囊 因其皮肤较薄,为避免药液从针眼中漏出,故作胸部淋巴囊注射时,针头由口腔底部穿下颌肌层 而达胸部皮下:作股部淋巴囊注射时,应从小腿皮肤刺入,通过膝关节而达大腿部皮下。注入药 量一般为0.25-0.5m1 领下 头背囊 图13蛙淋巴囊内注射法 实验2不同给药途径对药物作用的影响 [目的]观察不同给药途径对尼可刹米作用的影响 [器材]注射器(lm1×1)、小鼠灌胃器、玻璃钟罩 [药品]5%尼可刹米溶液 [动物]小鼠 [方法] 小鼠3只,称重,编号甲、乙和丙。先观察正常活动,如呼吸、活动度和运动协调程度等。然后 将甲、乙、丙鼠以5%尼可刹米溶液0.2m1/10g体重,分别灌胃、皮下和腹腔注射,观察给药后 各鼠是否出现兴奋、惊厥等症状,并记录出现症状的时间和小鼠的最终结局
图 12 兔 椎管内注射法 （7）淋巴囊内注射： 蛙及蟾蜍皮下有多个淋巴囊（图 13），对药物易吸收。一般将药物注射于胸、腹或股淋巴囊。 因其皮肤较薄，为避免药液从针眼中漏出，故作胸部淋巴囊注射时，针头由口腔底部穿下颌肌层 而达胸部皮下；作股部淋巴囊注射时，应从小腿皮肤刺入，通过膝关节而达大腿部皮下。注入药 量一般为 0.25—0.5ml。 图 13 蛙淋巴囊内注射法 实验 2 不同给药途径对药物作用的影响 [目的] 观察不同给药途径对尼可刹米作用的影响。 [器材] 注射器（1ml×l）、小鼠灌胃器、玻璃钟罩。 [药品] 5％尼可刹米溶液。 [动物] 小鼠 [方法] 小鼠 3 只，称重，编号甲、乙和丙。先观察正常活动，如呼吸、活动度和运动协调程度等。然后 将甲、乙、丙鼠以 5％尼可刹米溶液 0.2m1/10g 体重，分别灌胃、皮下和腹腔注射，观察给药后 各鼠是否出现兴奋、惊厥等症状，并记录出现症状的时间和小鼠的最终结局
[结果]将观察结果列表比较 [思考题] 不同给药途径为什么会影响药物效应 实验3药物的基本作用 [目的]通过实验了解药物的兴奋作用与抑制作用,局部作用与吸收作用等。 [器材]注射器(5m1×1) [药品]5%盐酸普鲁卡因溶液、0.5%安定溶液。 [动物]家兔 [方法] 1.取兔一只,称其体重。先观察正常活动情况,如四肢站立和行走姿态,并用针刺其后肢,测 试有无痛觉反射 2.由一侧坐骨神经周围(使兔作自然俯卧式,在尾部坐骨脊与股骨头间摸到一凹陷处)注人5% 盐酸普鲁卡因溶液1m1/kg体重。2-3分钟后,观察和测试同侧后肢有无运动和感觉障碍,并与 对侧比较 3.待局部作用明显后,再肌肉注射5%盐酸普鲁卡因溶液1ml/kg体重,观察中毒症状(惊厥) 出现与否 4.待出现明显中毒症状(惊厥)时,立即由耳缘静脉注射0.5%安定溶液0.5-1m1/kg体重, 至肌肉松弛为止 [结果]描述实验中的观察 [思考题] 1.本实验中,药物的兴奋作用与抑制作用、局部作用与吸收作用表现在哪些方面?是否观察到 药物间的对抗作用? 1.结合本实验说明普鲁卡因和安定的治疗作用和不良反应 实验4全血水杨酸钠二室模型药动学参数测定 [目的]用比色法测定水杨酸钠浓度,并用测得的血药浓度数据计算二室模型药动学参数 [器材]大试管(10ml×11)、小试管(6ml×9)、刻度吸管(10m1×2、2ml、5ml×1)、注射 器(lml×2、2ml、5ml×1)、小玻棒、试管架、玻璃蜡笔、移液吸管、普通剪刀与手术刀(各1)、 弯曲管钳、坐标纸、线与棉花少许。粗天平、分光光度计、离心机、计算器( CASIOfX-180P或 CASIO-3600P) 三品1%盐酸普卡因溶液、10%00%水杨酸钠溶液、三氯化铁和三氯醋酸混合液(5 铁加10%三氯醋酸溶解至100m1)、100u/ml肝素生理盐水 [动物]家兔 方法] 色法测定全血水杨酸钠浓度
[结果] 将观察结果列表比较。 [思考题] 不同给药途径为什么会影响药物效应？ 实验 3 药物的基本作用 [目的] 通过实验了解药物的兴奋作用与抑制作用，局部作用与吸收作用等。 [器材] 注射器(5ml×1) [药品] 5％盐酸普鲁卡因溶液、0.5％安定溶液。 [动物] 家兔 [方法] 1. 取兔一只，称其体重。先观察正常活动情况，如四肢站立和行走姿态，并用针刺其后肢，测 试有无痛觉反射。 2. 由一侧坐骨神经周围（使兔作自然俯卧式，在尾部坐骨脊与股骨头间摸到一凹陷处）注人 5％ 盐酸普鲁卡因溶液 1m1／kg 体重。2-3 分钟后，观察和测试同侧后肢有无运动和感觉障碍，并与 对侧比较。 3. 待局部作用明显后，再肌肉注射 5％盐酸普鲁卡因溶液 1ml／kg 体重，观察中毒症状（惊厥） 出现与否。 4. 待出现明显中毒症状（惊厥）时，立即由耳缘静脉注射 0.5％安定溶液 0.5—1ml／kg 体重， 至肌肉松弛为止。 [结果] 描述实验中的观察。 [思考题] 1. 本实验中，药物的兴奋作用与抑制作用、局部作用与吸收作用表现在哪些方面？是否观察到 药物间的对抗作用? 1. 结合本实验说明普鲁卡因和安定的治疗作用和不良反应。 实验 4 全血水杨酸钠二室模型药动学参数测定 [目的] 用比色法测定水杨酸钠浓度，并用测得的血药浓度数据计算二室模型药动学参数。 [器材] 大试管（10ml×11）、小试管（6ml×9）、刻度吸管（10ml×2、2ml、5ml×1）、注射 器（1ml×2、2ml、5ml×1）、小玻棒、试管架、玻璃蜡笔、移液吸管、普通剪刀与手术刀（各 1）、 弯曲管钳、坐标纸、线与棉花少许。粗天平、分光光度计、离心机、计算器（CASIOfx-180P 或 CASIO-3600P）。 [药品] 1％盐酸普鲁卡因溶液、10％及 0.04％水杨酸钠溶液、三氯化铁和三氯醋酸混合液（5g 三氯化铁加 10％三氯醋酸溶解至 100ml）、100u/ml 肝素生理盐水。 [动物] 家兔 [方法] 一、比色法测定全血水杨酸钠浓度
1.取10m1大试管11支,以0-10编号,每管均加入三氯化铁和三氯醋酸混合试液2m1, 9号管再加004%水杨酸钠标准液0.6m1,10号管再加蒸馏水0.6m1。取兔1只,称体重,仰缚 兔板上,于兔颈部皮下注射1%盐酸普鲁卡因溶液1-2m1,局麻后分离一侧颈外静脉并在其下方 横穿一根细线,供采血时固定静脉用。 2.以100u/m1肝素生理盐水润湿lm1注射器,从该侧颈外静脉采血06m1加入0号大试 管中,用干棉球轻压针孔处以防止出血。从已分离出的颈外静脉的对侧耳缘静脉推注10%水杨 酸钠溶液2mlkg。准确记录给药完毕时间,在给药完毕后的第1、3、5、10、20、50、80和110 分钟从颈外静脉分别采血06m1,依次加入第1-8号大试管中(每次采血后要洗净注射器,以肝 素生理盐水润湿备用)。 3.振摇0-8管各1分钟,分别加入蒸馏水5m1再充分振摇1分钟,过滤至小试管中取滤液 备用。9、10两管加蒸馏水5m1,摇匀待用。 4.在分光光度计上,用波长510nm,lcm光径比色杯,以蒸馏水调零,测0-10号管光密度 得do-d10。各测试管水杨酸钠光密度与水杨酸钠浓度按下列公式计算: 标准管水杨酸钠光密度D=d9-d10 测定管水杨酸钠光密度Dn=dnd 测定管水杨酸钠浓度Ca=Dn/D×400(μg/m1) [注意事项] 1.采血量要准确 2.以开始采血时间作为血样本时间,若未能按时采血,则以实际采血时间参加计算 3.注射水杨酸钠溶液时,动物会挣扎,注意固定兔头,注射要一次成功,否则影响a-相结 、二室模型药动力学参数计算 1.残差图解法 将测得的血中水杨酸钠浓度取对数,以对数浓度为纵坐标,对应时间为横坐标作点图,或 直接以浓度对时间在半对数纸上作图,可见首段对数血药浓度下降很快(分布相,或称a-相), 血药浓度下降与时间不呈直线关系;后段下降缓慢(消除相或称β-相),且呈直线,符合二室 模型,可用两项指数方程表示血药浓度和时间的关系 (1)
1. 取 10m1 大试管 11 支，以 0－10 编号，每管均加入三氯化铁和三氯醋酸混合试液 2m1， 9 号管再加 0.04％水杨酸钠标准液 0.6m1，10 号管再加蒸馏水 0.6m1。取兔 1 只，称体重，仰缚 兔板上，于兔颈部皮下注射 1％盐酸普鲁卡因溶液 1-2m1，局麻后分离一侧颈外静脉并在其下方 横穿一根细线，供采血时固定静脉用。 2. 以 100u／m1 肝素生理盐水润湿 1m1 注射器，从该侧颈外静脉采血 0.6m1 加入 0 号大试 管中，用干棉球轻压针孔处以防止出血。从已分离出的颈外静脉的对侧耳缘静脉推注 10％水杨 酸钠溶液 2ml/kg。准确记录给药完毕时间，在给药完毕后的第 1、3、5、10、20、50、80 和 110 分钟从颈外静脉分别采血 0.6m1，依次加入第 1-8 号大试管中（每次采血后要洗净注射器，以肝 素生理盐水润湿备用）。 3. 振摇 0-8 管各 1 分钟，分别加入蒸馏水 5m1 再充分振摇 1 分钟，过滤至小试管中取滤液 备用。9、10 两管加蒸馏水 5m1，摇匀待用。 4. 在分光光度计上，用波长 510nm，1cm 光径比色杯，以蒸馏水调零，测 0-10 号管光密度 得 d0-d10。各测试管水杨酸钠光密度与水杨酸钠浓度按下列公式计算： 标准管水杨酸钠光密度 D9=d9-d10 测定管水杨酸钠光密度 Dn=dn-do 测定管水杨酸钠浓度 Cn=Dn／D9×400（μg／m1) [注意事项] 1. 采血量要准确． 2. 以开始采血时间作为血样本时间，若未能按时采血，则以实际采血时间参加计算。 3. 注射水杨酸钠溶液时，动物会挣扎，注意固定兔头，注射要一次成功，否则影响 α-相结 果。 二、二室模型药动力学参数计算 1. 残差图解法 将测得的血中水杨酸钠浓度取对数，以对数浓度为纵坐标，对应时间为横坐标作点图，或 直接以浓度对时间在半对数纸上作图，可见首段对数血药浓度下降很快（分布相，或称 α-相）， 血药浓度下降与时间不呈直线关系；后段下降缓慢（消除相或称 β-相），且呈直线，符合二室 模型，可用两项指数方程表示血药浓度和时间的关系： C= (1) A= (2) B= (3)
t为时间,A、B分别表示=0时a相和β相的起始血药浓度。a、β为主要反映分布与消除 的复合速率常数,e为自然对数的底数,因α>β,Ae值趋于0比BeP值趋于0更快,当t≥5Ta 时,则Aea趋于0,则(1)式为 (4)式取对数 次实验的4点作目测回归线,外推与纵轴相交交点则为t=0时的截距B。故可求出β。对本 (5)式表明消除相的对数血药浓度与时间呈直线关系, 率b=/2.3026 在回归线上任取一点M(t,!ogC)的值代入下式 (分) TPB由下式算出 T=0693/B(分) 解得方程(1)的后项Be后,以实测的前4点血浓度减去消除相外推线上相对应时间的浓度(注 意:是真数相减)得一组残差浓度Cr,即 (8)式取对数 (9)式表明残差浓度的对数与时间t为直线关系。以残差浓度的对数和对应的时间作图,作这 些点的日测回归线,外推,与纵轴的交点分布相t=0时截距LogA。在此直线上任取一点N(t LogEr),其对应值代入下式求出a (分1) (10) TIat= (11) 当t=0时,(1)式C=A+B,药物既未分布也未消除,静注药量(X)全部在中央室,故中央室 的分布容积下式求出 (12)
t 为时间，A、B 分别表示 t=0 时 α 相和 β 相的起始血药浓度。α、β 为主要反映分布与消除 的复合速率常数，e 为自然对数的底数，因 α>β，Ae-αt 值趋于 0 比 Be-βt 值趋于 0 更快，当 t≥5Tl/2α 时，则 Ae-αt 趋于 0，则（1）式为 C= (4) (4)式取对数 logC= (5) (5)式表明消除相的对数血药浓度与时间呈直线关系，直线斜率 b=β/2.3026，故可求出 β。对本 次实验的 4 点作目测回归线，外推与纵轴相交交点则为 t=0 时的截距 logB。 在回归线上任取一点 M（t，!ogC）的值代入下式 β= （分-1） (6) T1/2β 由下式算出 T1/2β＝0.693/β（分） (7) 解得方程(1)的后项Be-βt后，以实测的前4 点血浓度减去消除相外推线上相对应时间的浓度（注 意：是真数相减）得一组残差浓度 Cr，即： Cr= (8) (8)式取对数 LogCr= t (9) (9)式表明残差浓度的对数与时间 t 为直线关系。以残差浓度的对数和对应的时间作图，作这 些点的目测回归线，外推，与纵轴的交点分布相 t=0 时截距 LogA。在此直线上任取一点 N（t， LogCr），其对应值代入下式求出 α： α= （分-1） (10) T1/2αt= （分） (11) 当 t=0 时，(1)式 C=A+B，药物既未分布也未消除，静注药量(X0)全部在中央室，故中央室 的分布容积下式求出： Vc= （ml） (12)