河南师范大学水产学院实验课教案?课程名称：鱼类生理实验技术课程类别：专业基础平台课程总学时/总学分：36/1所属系（教研室）：水产动物营养与饲料系授课时间：2015.09.07-2016.01.10
河南师范大学水产学院 实验课教案 课程名称：鱼类生理实验技术 课程类别：专业基础平台课程 总学时/总学分：36/1 所属系（教研室）：水产动物营养与饲料系 授课时间：2015.09.07-2016.01.10
实验名称实验三：肌肉收缩特性分析2014级水产；授课教师杨丽萍、秦超彬授课专业和年级2014级水族验证4实验类别授课学时1.掌握蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的制备方法；2.观察不同刺激强度、刺激频率对骨骼肌收缩的影响，加深对实验目的骨骼肌收缩特性（单收缩、不完全强直收缩、完全强直收缩）的理解。蛙类的一些基本生命活动和生理功能与恒温动物相似，若将蛙的神经-肌肉标本放在任氏液中，其兴奋性在几个小时内可保持不变。若给神经或肌肉一次适宜刺激，可在神经和肌肉上产生一个动作电位，肉眼可看到肌肉收缩和舒张一次，表明神经和肌肉产生了一次兴奋。在生理学实验中常利用蛙的坐骨神经-肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋与兴奋性、刺激与反应的规律和肌肉收缩的特征等。制备坐骨神经腓肠肌标本是生理学实验的一项基本操作技术。实验原理1.单收缩：在实验条件下，受到单电刺激时发生一次迅速的收缩，称为单收缩。单收缩包括三个时期，即潜伏期、收缩期和舒张期。2.不完全强直收缩：低频刺激时，每次新的收缩都与前次尚未结束收缩的舒张期发生总和，表现为锯齿形的收缩曲线。3.完全强直收缩：高频刺激时，肌肉处于持续稳定的收缩状态，各收缩波完全融合，收缩曲线光滑。牛蛙、解部盘、滴管、毁髓针、玻璃分针，培养皿、任氏液、实验用品Pclab-430C型生物医学信号采集处理系统、张力换能器。教学过程及「1.课前的准备：试剂药品的检查（20分钟）；
实验名称 实验三：肌肉收缩特性分析 授课教师 杨丽萍、秦超彬 授课专业和年级 2014 级水产； 2014 级水族 实验类别 验证 授课学时 4 实验目的 1. 掌握蛙类坐骨神经-腓肠肌标本的制备方法； 2. 观察不同刺激强度、刺激频率对骨骼肌收缩的影响，加深对 骨骼肌收缩特性（单收缩、不完全强直收缩、完全强直收缩） 的理解。 实验原理 蛙类的一些基本生命活动和生理功能与恒温动物相似，若 将蛙的神经-肌肉标本放在任氏液中，其兴奋性在几个小时内可 保持不变。若给神经或肌肉一次适宜刺激，可在神经和肌肉上 产生一个动作电位，肉眼可看到肌肉收缩和舒张一次，表明神 经和肌肉产生了一次兴奋。在生理学实验中常利用蛙的坐骨神 经-腓肠肌标本研究神经、肌肉的兴奋与兴奋性、刺激与反应的 规律和肌肉收缩的特征等。制备坐骨神经腓肠肌标本是生理学 实验的一项基本操作技术。 1. 单收缩： 在实验条件下，受到单电刺激时发生一次迅速的收缩，称 为单收缩。单收缩包括三个时期，即潜伏期、收缩期和舒张期。 2. 不完全强直收缩： 低频刺激时，每次新的收缩都与前次尚未结束收缩的舒张 期发生总和，表现为锯齿形的收缩曲线。 3. 完全强直收缩： 高频刺激时，肌肉处于持续稳定的收缩状态，各收缩波完 全融合，收缩曲线光滑。 实验用品 牛蛙、解剖盘、滴管、毁髓针、玻璃分针，培养皿、任氏液、 Pclab-430C 型生物医学信号采集处理系统、张力换能器。 教学过程及 1. 课前的准备：试剂药品的检查（20 分钟）；
时间分配2.实验讲解（20分钟）实验目的、实验原理（见上）。实验操作步骤：1.蟾蜍坐骨神经-腓肠肌的标本的制备(1)破坏脑、脊髓。(2)剪除躯干上部及内脏。(3)剥皮。(4)分离两后肢。(5)游离坐骨神经和排肠肌。(6)完成坐骨神经一肠肌标本。(7)检验标本。2.仪器导联（1）张力换能器接通道1；（2）神经干接刺激电极。3.骨骼肌收缩特性分析标本制成后，当证明标本的兴奋性良好后置于任式液中10-15min，待其兴奋性稳定后，再进行实验。（1）给予1次阈上刺激，观察肌肉收缩情况；（2）给予阈下刺激，观察是否引起肌肉收缩；（3）加强阈上刺激，观察肌肉收缩情况；（4）用同等强度的连续阈上刺激作用于标本时，肌肉收缩出现怎样的变化？（5）串刺激（低频）连续刺激，观察不完全强直收缩。（6）串刺激（高频）连续刺激，观察完全强直收缩。注意事项：（1）避免压挤、损伤和用力牵拉标本，不可用金属器械触碰神经干。（2）在操作过程中，应常给神经和肌肉滴加任氏液，防止表面干燥，以免影响标本的兴奋性
时间分配 2．实验讲解（20 分钟） 实验目的、实验原理（见上）。 实验操作步骤： 1.蟾蜍坐骨神经-腓肠肌的标本的制备 （1） 破坏脑、脊髓。 （2） 剪除躯干上部及内脏。 （3） 剥皮。 （4） 分离两后肢 。 （5） 游离坐骨神经和腓肠肌。 （6） 完成坐骨神经－腓肠肌标本。 （7） 检验标本。 2. 仪器导联 （1）张力换能器接通道 1； （2）神经干接刺激电极。 3. 骨骼肌收缩特性分析 标本制成后，当证明标本的兴奋性良好后置于任式液中 10-15min，待其兴奋性稳定后，再进行实验。 （1）给予 1 次阈上刺激，观察肌肉收缩情况； （2）给予阈下刺激，观察是否引起肌肉收缩； （3）加强阈上刺激，观察肌肉收缩情况； （4）用同等强度的连续阈上刺激作用于标本时，肌肉收 缩出现怎样的变化？ （5）串刺激（低频）连续刺激，观察不完全强直收缩。 （6）串刺激（高频）连续刺激，观察完全强直收缩。 注意事项： （1） 避免压挤、损伤和用力牵拉标本，不可用金属器械 触碰神经干。 （2） 在操作过程中，应常给神经和肌肉滴加任氏液，防 止表面干燥，以免影响标本的兴奋性
（3）标本制成后须放在任氏液中浸泡数分钟，使标本兴奋性稳定，再开始实验效果会较好。3.实验操作（120分钟）1.蟾蜍坐骨神经-腓肠肌的标本的制备（1）双毁髓：培养血中倒入适量任式液。取牛蛙一只，用自来水冲洗干净。左手握住牛蛙，用食指按其头部使之略向前屈，拇指按住其背部，其余三指则握住牛蛙的四肢和腹部。右手持毁髓针，将毁髓针垂直刺入枕骨大孔（两眼之间沿中线向下触划，触及凹陷处）。将针尖向前刺入颅腔内搅动，此时为单毁髓；将毁髓针退回枕骨大孔，针尖转向后方，与脊椎平行刺入椎管内捣毁脊髓，完成双毁髓。（2）剪除躯干上部和内脏：左手握住牛蛙的脊柱，用粗剪刀在前肢腋窝处，将脊柱横断，并沿脊柱两侧避开坐骨神经剪开腹壁，此时头、躯干上部及内脏全部下垂，剪除头、全部驱干及内脏组织，剪去肛周皮肤，留下脊柱和后肢。（3）剥皮：用圆头镊子夹住脊柱边缘，注意不要碰到坐骨神经，捏住皮肤边缘，逐步向下牵拉剥离皮肤。将全部皮肤剥除后，标本放于盛有任氏液的小烧杯中。（4）分离两腿：将标本纵剖为两半，注意勿损伤坐骨神经。（5）游离坐骨神经：把下肢的背面朝上，辨认牛蛙大腿的二头肌和半膜肌，以及小腿的肠肌。用玻璃分针和镊子仔细把二头肌和半膜肌分开，便可看到一条粗大的神经，此即坐骨神经。用玻璃钩针把神经挑起，剪去通往大腿肌肉的神经分支，顺着神经走行方向，转向腹腔面沿脊柱逐渐把神经主干全部分出，直到所连的椎骨为止。用粗剪刀剪除多余的肌肉和脊椎骨，仅留下与坐骨神经相连的一小块脊椎骨，用镊子夹住这块脊椎骨，轻轻提起坐骨神经，用手术剪剪去残余的分支，并将坐骨神经一直分离到膝关节附近。（6）完成坐骨神经-腓肠肌标本：分离排肠肌的跟腱，用线
（3） 标本制成后须放在任氏液中浸泡数分钟，使标本兴 奋性稳定，再开始实验效果会较好。 3. 实验操作（120 分钟） 1.蟾蜍坐骨神经-腓肠肌的标本的制备 （1）双毁髓：培养皿中倒入适量任式液。取牛蛙一只，用 自来水冲洗干净。左手握住牛蛙，用食指按其头部使之略向前 屈，拇指按住其背部，其余三指则握住牛蛙的四肢和腹部。右 手持毁髓针，将毁髓针垂直刺入枕骨大孔（两眼之间沿中线向 下触划，触及凹陷处）。将针尖向前刺入颅腔内搅动，此时为单 毁髓；将毁髓针退回枕骨大孔，针尖转向后方，与脊椎平行刺 入椎管内捣毁脊髓，完成双毁髓。 （2）剪除躯干上部和内脏：左手握住牛蛙的脊柱，用粗剪 刀在前肢腋窝处，将脊柱横断，并沿脊柱两侧避开坐骨神经剪 开腹壁，此时头、躯干上部及内脏全部下垂，剪除头、全部躯 干及内脏组织，剪去肛周皮肤，留下脊柱和后肢。 （3）剥皮：用圆头镊子夹住脊柱边缘，注意不要碰到坐骨 神经，捏住皮肤边缘，逐步向下牵拉剥离皮肤。将全部皮肤剥 除后，标本放于盛有任氏液的小烧杯中。 （4）分离两腿：将标本纵剖为两半，注意勿损伤坐骨神经。 （5）游离坐骨神经： 把下肢的背面朝上，辨认牛蛙大腿的 二头肌和半膜肌，以及小腿的腓肠肌。 用玻璃分针和镊子仔细把二头肌和半膜肌分开，便可看到 一条粗大的神经，此即坐骨神经。用玻璃钩针把神经挑起，剪 去通往大腿肌肉的神经分支，顺着神经走行方向，转向腹腔面 沿脊柱逐渐把神经主干全部分出，直到所连的椎骨为止。用粗 剪刀剪除多余的肌肉和脊椎骨，仅留下与坐骨神经相连的一小 块脊椎骨，用镊子夹住这块脊椎骨，轻轻提起坐骨神经，用手 术剪剪去残余的分支，并将坐骨神经一直分离到膝关节附近。 （6）完成坐骨神经-腓肠肌标本：分离腓肠肌的跟腱，用线
结扎跟腱，在结扎处以下将跟腱剪断。持线提起排肠肌，用粗剪刀剪去小腿骨和其上的肌肉，再将大腿肌肉剪去，只留长约1～2cm的股骨，并将其上肌肉刮干净。（7）检验标本：用镊子接触神经，若肌肉产生收缩，则表示此标本的机能状态良好。2.仪器导联（1）张力换能器接通道1；（2）神经干接刺激电极。3.骨骼肌收缩特性分析标本制成后，当证明标本的兴奋性良好后置于任式液中10-15min，待其兴奋性稳定后，再进行实验。（1）给予1次阈上刺激，观察肌肉收缩情况；（2）给予阈下刺激，观察是否引起肌肉收缩；（3）加强阈上刺激，观察肌肉收缩情况；（4）用同等强度的连续阈上刺激作用于标本时，肌肉收缩出现怎样的变化？（5）串刺激（低频）连续刺激，观察不完全强直收缩。（6）串刺激（高频）连续刺激，观察完全强直收缩。4.实验结果检查（20分钟）教学重点阈刺激、单收缩、不完全强直收缩、完全强制收缩教学难点刺激强度、刺激频率与骨骼肌收缩的关系。作业与观察记录上述不同刺激对蛙腓肠肌收缩的影响，并分析讨论。习题肌肉收缩曲线图教材和参考金天明主编，动物生理学实验教程.清华出版社.2012文献教学后记负责人签字系主任（签字）课程负责人任（签字）实验名称年月日年月日
结扎跟腱，在结扎处以下将跟腱剪断。持线提起腓肠肌，用粗 剪刀剪去小腿骨和其上的肌肉，再将大腿肌肉剪去，只留长约 1～2cm 的股骨，并将其上肌肉刮干净。 （7）检验标本：用镊子接触神经，若肌肉产生收缩，则表 示此标本的机能状态良好。 2. 仪器导联 （1）张力换能器接通道 1； （2）神经干接刺激电极。 3. 骨骼肌收缩特性分析 标本制成后，当证明标本的兴奋性良好后置于任式液中 10-15min，待其兴奋性稳定后，再进行实验。 （1）给予 1 次阈上刺激，观察肌肉收缩情况； （2）给予阈下刺激，观察是否引起肌肉收缩； （3）加强阈上刺激，观察肌肉收缩情况； （4）用同等强度的连续阈上刺激作用于标本时，肌肉收 缩出现怎样的变化？ （5）串刺激（低频）连续刺激，观察不完全强直收缩。 （6）串刺激（高频）连续刺激，观察完全强直收缩。 4. 实验结果检查（20 分钟） 教学重点 阈刺激、单收缩、不完全强直收缩、完全强制收缩 教学难点 刺激强度、刺激频率与骨骼肌收缩的关系。 作业与 习题 观察记录上述不同刺激对蛙腓肠肌收缩的影响，并分析讨论。 肌肉收缩曲线图 教材和参考 文献 金天明主编，动物生理学实验教程. 清华出版社. 2012. 教学后记 负责人签字 系主任（签字） 课程负责人任（签字） 年 月 日 年 月 日 实验名称
实验四：鱼类麻醉、注射、采血及血液分析2014级水产；授课教师杨丽萍、秦超彬授课专业和年级2014级水族6实验类别综合授课学时1.掌握鱼类尾部血管采血技术、腹腔和肌肉注射技术以及局部麻醉技术。实验目的2.掌握细胞计数器的使用方法、红细胞计数的原理和方法。3.掌握用比色法（改良沙利氏法）测定鱼类血红蛋白含量的原理和方法。1.鱼类麻醉、注射、采血（1）鳍部麻醉，其神经被麻醉，传导阻滞。停止摆动。有利于观察鱼鳍的作用效果。（2）利用蓝墨水判断腹腔注射部位是否准确。（3）根据鱼类的血管分布特点进行采血。2.鱼类血细胞计数采用稀释法计数鱼类单位容积血液内的红细胞数。由于血液中红细胞数很多无法直接计数，故需用适当的溶液将血液稀实验原理释。然后将稀释血滴入血细胞计数板上，在显微镜下计数一定容积的红细胞数。再将所得的结果换算为每立方毫米血液中红细胞个数。3.鱼类血红蛋白测定在一定量的血液中，血红蛋白经少量盐酸的作用，使亚铁血红素变成高铁血红素，呈现较稳定的棕色。用水稀释后与标准色比较，求出每100ml血液中所含的血红蛋白克数。1.实验对象：罗非鱼2.实验药品：盐酸利多卡因2mL1支（医用麻醉药）、蓝墨水、实验用品肝素钠、鱼类血细胞稀释液。。3.实验器材：显微镜、血细胞计数板、血红蛋白计、解剖盘、毛巾、注射器、整理箱、解剖器材、EP管、EP管架、移液器
实验四：鱼类麻醉、注射、采血及血液分析 授课教师 杨丽萍、秦超彬 授课专业和年级 2014 级水产； 2014 级水族 实验类别 综合 授课学时 6 实验目的 1. 掌握鱼类尾部血管采血技术、腹腔和肌肉注射技术以及局部 麻醉技术。 2. 掌握细胞计数器的使用方法、红细胞计数的原理和方法。 3. 掌握用比色法（改良沙利氏法）测定鱼类血红蛋白含量的原 理和方法。 实验原理 1. 鱼类麻醉、注射、采血 （1）鳍部麻醉，其神经被麻醉，传导阻滞。停止摆动。有利于 观察鱼鳍的作用效果。 （2）利用蓝墨水判断腹腔注射部位是否准确。 （3）根据鱼类的血管分布特点进行采血。 2. 鱼类血细胞计数 采用稀释法计数鱼类单位容积血液内的红细胞数。由于血 液中红细胞数很多无法直接计数，故需用适当的溶液将血液稀 释。然后将稀释血滴入血细胞计数板上，在显微镜下计数一定 容积的红细胞数。再将所得的结果换算为每立方毫米血液中红 细胞个数。 3. 鱼类血红蛋白测定 在一定量的血液中，血红蛋白经少量盐酸的作用，使亚铁 血红素变成高铁血红素，呈现较稳定的棕色。用水稀释后与标 准色比较，求出每 100ml 血液中所含的血红蛋白克数。 实验用品 1. 实验对象：罗非鱼 2. 实验药品：盐酸利多卡因 2 mL 1 支（医用麻醉药）、蓝墨水、 肝素钠、鱼类血细胞稀释液。 3. 实验器材：显微镜、血细胞计数板、血红蛋白计、解剖盘、 毛巾、注射器、整理箱、解剖器材、EP 管、EP 管架、移液器
枪头。1.课前的准备：实验用品准备（30分钟）；2.实验讲解（30分钟）实验目的、实验原理、实验对象、药品及器材（见上）。实验方法与步骤：（1）麻醉把鲤鱼（体长10cm以下）放入盛有约70%水的玻璃烧杯中（每组3尾）。仔细观察实验鱼的胸鳍、腹鳍、背鳍、臀鳍和尾鳍的摆动与身体运动形式。麻醉前用镊子分别触碰各鳍的反应。观察鲤鱼前行、上升或下降过程中胸鳍是如何摆动的。胸鳍单侧注射量≤0.1ml，注射后立刻将鱼放回到水容器中，观察鱼鳍的变化和鱼体的运动形式。（2）注射肌肉注射：吸取少量蓝色墨水，在背鳍下方肌肉丰满处，教学过程及用针顺着鳞片向前刺入肌肉1～2厘米进行注射。注射结束后，需要注意的是进针与注射点成45℃角，这样对鱼损伤比较小。时间分配腹腔注射：吸取0.1ml蓝色墨水，注射点：胸鳍基部的无鳞凹陷处，注射高度以针头朝鱼体前方与体轴呈45～60度角刺入，深度一般为1厘米左右，不宜过深，否则会伤及内脏。（3）尾部血管采血注射器使用前需抗凝剂润洗，防止凝血。取实验鱼，规格：100-200g，湿毛巾遮住头部。（每组2-3尾）。侧线与臀鳍交界处偏下1公分下针。当遇到脊椎骨时，使针尖刺入两个椎体之间，轻轻转动针尖，便可刺破血管壁，轻拉注射柄使注射筒呈现负压，血液随即进入注射器内。要求：每组抽取血液0.5-1ml。（4）血红蛋白测定反应：用滴管加0.1mol/LHCI于血红蛋白稀释管内，到刻度4处。吸取40u1血液加入稀释管，摇匀，放置15min，使盐
枪头。 教学过程及 时间分配 1. 课前的准备：实验用品准备（30 分钟）； 2．实验讲解（30 分钟） 实验目的、实验原理、实验对象、药品及器材（见上）。 实验方法与步骤： （1）麻醉 把鲤鱼（体长 10cm 以下）放入盛有约 70％水的玻璃烧杯 中（每组 3 尾）。仔细观察实验鱼的胸鳍、腹鳍、背鳍、臀鳍和 尾鳍的摆动与身体运动形式。麻醉前用镊子分别触碰各鳍的反 应。 观察鲤鱼前行、上升或下降过程中胸鳍是如何摆动的。 胸鳍单侧注射量 ≤0.1 ml，注射后立刻将鱼放回到水容器 中，观察鱼鳍的变化和鱼体的运动形式。 （2） 注射 肌肉注射：吸取少量蓝色墨水，在背鳍下方肌肉丰满处， 用针顺着鳞片向前刺入肌肉 1～2 厘米进行注射。注射结束后， 需要注意的是进针与注射点成 45℃角，这样对鱼损伤比较小。 腹腔注射：吸取 0.1ml 蓝色墨水，注射点：胸鳍基部的无鳞 凹陷处，注射高度以针头朝鱼体前方与体轴呈 45～60 度角刺入， 深度一般为 1 厘米左右，不宜过深，否则会伤及内脏。 （3）尾部血管采血 注射器使用前需抗凝剂润洗，防止凝血。取实验鱼，规格： 100-200g， 湿毛巾遮住头部。（每组 2-3 尾）。侧线与臀鳍交界 处偏下 1 公分下针。 当遇到脊椎骨时，使针尖刺入两个椎体之间，轻轻转动针 尖，便可刺破血管壁，轻拉注射柄使注射筒呈现负压，血液随 即进入注射器内。 要求：每组抽取血液 0.5-1 ml。 （4）血红蛋白测定 反应：用滴管加 0.1 mol/L HCl 于血红蛋白稀释管内，到刻 度 4 处。吸取 40μl 血液加入稀释管，摇匀，放置 15min，使盐
酸与血红蛋白充分作用。比色：把稀释管插入标准比色架两色柱中央的空格中，使无刻度的两侧面位于空格的前后方，便于透光和比色。用滴管或移液器向稀释管内逐滴加入蒸馏水（每加一滴要搅拌），边滴边观察颜色，直至颜色与标准玻璃色柱相同为止。稀释管上液面的刻度读数即为每200ml血液血红蛋白的克数。计算：将结果换算为每100ml血液血红蛋白的克数。（5）血细胞计数血细胞计数板的构造：XB-K-25为计数板的型号和规格，表示此计数板分25个中格；0.1mm为盖上盖玻片后计数室的高；1/400mm2表示计数室面积是1mm2，分400个小格，每小格面积是1/400mm2。稀释：用移液器吸取995微升鱼类血细胞稀释液，加入离心管中；用移液器吸取5微升血液，缓慢注入装有稀释液的离心管底部，并吸取上清液冲洗管壁上的血液，使血液全部进入稀释液，摇匀。充液：将盖玻片放在计数板正中，用移液器吸取摇匀的稀释血液，将一小滴血液滴在盖玻片边缘的玻片上，使稀释血液借毛细管现象而自动流入计数室内。如滴入过多，溢出并流入两侧深槽内，使盖玻片浮起，体积改变，会影响计数结果，需用滤纸片把多余的溶液吸出，以深槽内没有溶液为宜。如滴入过少，经多次充液，易造成气泡，应洗净计数室，于燥后重做。观察：血液稀释液滴入计数室后，须静置2-3min，然后在低倍显微镜下计数。计数时应循一定的路径，对横跨刻度上的血细胞，依照“数上不数下，数左不数右”的原则进行计数。计算：每个样品计数3次，取平均值。计数红细胞时，数中央大方格的四角的4个中方格和中央的一个中方格（共5个中方格）的红细胞总数。将中央大方格中的5个中方格内数得的红细胞总数乘以 10000。 计数区红细胞总数×2000.02mm3
酸与血红蛋白充分作用。 比色：把稀释管插入标准比色架两色柱中央的空格中，使无 刻度的两侧面位于空格的前后方，便于透光和比色。用滴管或 移液器向稀释管内逐滴加入蒸馏水（每加一滴要搅拌），边滴边 观察颜色，直至颜色与标准玻璃色柱相同为止。稀释管上液面 的刻度读数即为每 200ml 血液血红蛋白的克数。 计算：将结果换算为每 100ml 血液血红蛋白的克数。 （5）血细胞计数 血细胞计数板的构造：XB-K-25 为计数板的型号和规格，表 示此计数板分 25 个中格；0.1mm 为盖上盖玻片后计数室的高； 1/400mm2 表示计数室面积是 1mm2，分 400 个小格，每小格面 积是 1/400 mm2。 稀释：用移液器吸取 995 微升鱼类血细胞稀释液，加入离心 管中；用移液器吸取 5 微升血液，缓慢注入装有稀释液的离心 管底部，并吸取上清液冲洗管壁上的血液，使血液全部进入稀 释液，摇匀。 充液：将盖玻片放在计数板正中，用移液器吸取摇匀的稀释 血液，将一小滴血液滴在盖玻片边缘的玻片上，使稀释血液借 毛细管现象而自动流入计数室内。如滴入过多，溢出并流入两 侧深槽内，使盖玻片浮起，体积改变，会影响计数结果，需用 滤纸片把多余的溶液吸出，以深槽内没有溶液为宜。如滴入过 少，经多次充液，易造成气泡，应洗净计数室，干燥后重做。 观察：血液稀释液滴入计数室后，须静置 2-3min，然后在低 倍显微镜下计数。计数时应循一定的路径，对横跨刻度上的血 细胞，依照“数上不数下，数左不数右”的原则进行计数。 计算：每个样品计数 3 次，取平均值。计数红细胞时，数中 央大方格的四角的 4 个中方格和中央的一个中方格（共 5 个中 方格）的红细胞总数。将中央大方格中的 5 个中方格内数得的 红细胞总数乘以 10000。 计数区红细胞总数 0.02 𝑚𝑚3 × 200
注意事项：麻醉实验：在注射胸鳍基部肌肉时，要沿鳍的外侧近平行鳍条的方向进针，针头的深度以能注入体内药物为宜。推注液体后，停30s再拔出针头，以减少药物的流出。注射实验：胸鳍基部注射时针头插入不能过深，否则容易伤及内脏。血红蛋白测定：比色应在自然光线下进行，避免在阴暗处或有色灯光下比色，并将比色管刻度转向两侧，以免影响比色效果。蒸馏水需逐滴加入，以免稀释过量。。3.实验操作（180分钟）尾部血管采血注射：腹腔注射和肌肉注射麻醉4.实验结果检查（20分钟）教学重点鱼类麻醉、注射、采血及血细胞计数方法。教学难点鱼类血细胞计数。1.除尾部血管采血外，还有哪些采血方式？作业与2.查阅资料，总结血红蛋白测定的具体应用。习题3.鱼类红细胞数的影响因素有哪些？教材和参考金天明主编，动物生理学实验教程.清华出版社.2012文献教学后记系主任（签字）课程负责人任（签字）负责人签字年月日年月日
注意事项： 麻醉实验：在注射胸鳍基部肌肉时，要沿鳍的外侧近平行鳍 条的方向进针，针头的深度以能注入体内药物为宜。推注液体 后，停 30s 再拔出针头，以减少药物的流出。 注射实验：胸鳍基部注射时针头插入不能过深，否则容易伤 及内脏。 血红蛋白测定：比色应在自然光线下进行，避免在阴暗处或 有色灯光下比色，并将比色管刻度转向两侧，以免影响比色效 果。蒸馏水需逐滴加入，以免稀释过量。 3. 实验操作（180 分钟） 尾部血管采血 注射：腹腔注射和肌肉注射 麻醉 4. 实验结果检查（20 分钟） 教学重点 鱼类麻醉、注射、采血及血细胞计数方法。 教学难点 鱼类血细胞计数。 作业与 习题 1. 除尾部血管采血外，还有哪些采血方式？ 2. 查阅资料，总结血红蛋白测定的具体应用。 3. 鱼类红细胞数的影响因素有哪些？ 教材和参考 文献 金天明主编，动物生理学实验教程. 清华出版社. 2012. 教学后记 负责人签字 系主任（签字） 课程负责人任（签字） 年 月 日 年 月 日
实验名称实验五：离体蛙心灌流2014级水产；授课教师杨丽萍、秦超彬授课专业和年级2014级水族4实验类别验证授课学时1.学习离体蛙心灌流的实验方法，了解离体器官的研究方法。实验目的2.观察Nat、K+、Ca2+及肾上腺素、乙酰胆碱等对离体心脏活动的影响。1.心脏正常的节律性活动必须在适宜的理化环境中进行，一且适宜的环境被破坏，心脏的活动就会受到影响。实验原理2.在整体情况下，心脏受自主神经的双重支配。3.蛙心是在静脉窦的控制下自动收缩和舒张。1.实验对象牛蛙2.试剂与器材>试剂：任氏液、0.65%NaCl、1%KCl、2%CaC12、1：10000肾上腺素、实验用品1：10,000Ach等>仪器：生物机能实验系统、张力换能器、蛙心夹、试管夹、蛙类手术器械、滴管、蛙板、蛙钉。1.课前的准备：仪器设备的检查（40分钟）2.实验讲解（40分钟）实验目的、实验原理（见上）。实验操作步骤：教学过程及时间分配（1）离体蛙心标本制备（2）实验装置连接将蛙心插管固定于支架上，在心室舒张时将连有一细线的蛙心夹在心脏舒张时夹住心尖，并将细线以适宜的紧张度与张
实验名称 实验五：离体蛙心灌流 授课教师 杨丽萍、秦超彬 授课专业和年级 2014 级水产； 2014 级水族 实验类别 验证 授课学时 4 实验目的 1.学习离体蛙心灌流的实验方法,了解离体器官的研究方法。 2. 观察 Na+、K+、Ca2+及肾上腺素、乙酰胆碱等对离体心脏活 动的影响。 实验原理 1．心脏正常的节律性活动必须在适宜的理化环境中进行,一旦适 宜的环境被破坏，心脏的活动就会受到影响。 2.在整体情况下，心脏受自主神经的双重支配。 3.蛙心是在静脉窦的控制下自动收缩和舒张。 实验用品 1. 实验对象 牛蛙 2. 试剂与器材 ➢ 试剂： 任氏液、0.65％NaCl、l％KCl 、2％CaC12、1：10000 肾上腺素、 1：10,000 Ach 等 ➢ 仪器： 生物机能实验系统、张力换能器、蛙心夹、试管夹、蛙类手术 器械、滴管、蛙板、蛙钉。 教学过程及 时间分配 1. 课前的准备：仪器设备的检查（40 分钟）； 2. 实验讲解（40 分钟） 实验目的、实验原理（见上）。 实验操作步骤： （1） 离体蛙心标本制备 （2） 实验装置连接 将蛙心插管固定于支架上，在心室舒张时将连有一细线的 蛙心夹在心脏舒张时夹住心尖，并将细线以适宜的紧张度与张