第一节生物医学研究的基本途径 ■[此处缺少一些内容]■ 段，而且其中的基本操作即生物医学研究过程中的实验方法，是研究者必须掌握的一项基本技能。 医学研究的主要任务是预防与治疗人类的疾病，保障人民健康。它是通过临床研究和实验研究两个基本途径来实现的，而不论临床研究还 是实验室研充均离不开使用实验动物。特别是医学科学从经验医学发展到“实验医学"阶段，动物实验就显得更加重要。实验医学的主要特点 是不仅对正常人体或病人（在不损害病人的前提下），而且利用实验室条件，进行包括试管内、动物离体器官、组织。细胞，尤其是整体动物 的实验研究。动物实验方法的采用及发展，促进了医学科学的迅速发展，解决了许多以往不能解决的实验问题和重大理论问题。因此，那些认 为医学的发展主要靠临床观察，动物实验可有可无，认为中医发展所走的道路就是一个有力证明的看法是很不全面的，动物实验不是可有可 无，而是和临床观察一样，是医学科学发展的一个重要手段和基本途径，是缺一不可的，又是互相促进的。在一定意义上说，只有经过产严格 的。系统的动物实验才能把医学置于真正的科学的基础上，正如生理学家巴甫洛夫(H.几.BOB)曾经指出的那样：“整个医学，只有经过 实验的火焰，才能成为它所应当成为的东西。一只有通过实验，医学才能获得最后的胜利。"这些论点，已经井且正在被医学发展的历程所证 实 一、临床研究 研究的对是病人月的是研究人的库病生和发过程。提高诊新水平改讲治疗方法 临床试验是以人类（病人或正常人)为受试对象，对比分析处理因素与对照之间在效应与价值上的不同的前骗性研究。从这一定义出发 可见它有以下特点 这些时不一定从同一 侣必须从一个确定的起点开始。单纯同顾性的 行病学调查中的病例对照研究不是临床试验，因为它也是回顾性 2。在临床试验中必须有一种或多种处理。作为处理因素的可以是预防或治疗某种疾病的方法设备或制度等等。因此单纯跟踪无处理的对 发历中这是 不是试验，不属于临床试验的范璃 能归之于外理 试验组在有关各方面必须相当近似，这样最后的组间差别才 剂或不 作对 也可用 治疗者作为对 ,临床试验是以人为 对象的配合。但由于各种 因，临床试验 全道从试 难得 纯的处 二、实验室研究 研究的对象是实验动物和微生物以及试管试验，这些都离不开实验动。与临床试验相比，动物实验具有一些独特的特点和优点 可能更严格地控制实验条件。虽然在临床试验中也可能对试验条件加以控制，但由于作为社会的人的高度复杂性，多数情况下难以严格 控制，有进甚至连设置对照组都会遇到很大阻力，给试验的进行和对结果的分析带来很多困难。但是在动物实验中，受试对象和整个实验进程 都处于实验者的完全控制下，可以把很多人体上非常复杂的问题简单化，可以进行各种因素的细微探讨这是临床研究难于做到的。 机体的某一种机能同时都受许多因素的影响。因而要研究某一特定因素对这一过程的影响就希望能使其他的因素保持固定。在人体是比较 难以做到这一点的，但在动物，无论是整体、离体或试管实验中，都比较容易做到，如试验条件，实验室可以严格控制实验室的温湿度、光 线、声音、动物的饮食、活动等，而临床上很难对病人的生活条件、活动范图加以产格控制，病人对药物治疗以外的其他护理工作的反应，对 医务人员的信赖程度及合作程度更是实验室中所不存在的问题。又如试验对象的选择，动物实验健康状态、甚至遗传和微生物等方面也可以厂 加限制，但临床试验中，病人的年龄、性别、体质。遗传等方面是不可能加以选择的。特别是健康状况，动物是健康的或是人工造成的某种疾 病模型，而临床试验是人在生活中先天的或后天的自然环境下所得的病，因此，即使是同一疾病，临床试验中每个人的疾病情况都很复杂，对 同一药物反应也就不同，何况病人除试验治疗的疾病以外，还时常有一些另外的疾病，这样可影响或掩盖试验效果。动物可以同时选取所需要 的数量，同时进行实验取得结果。而病人则是陆续发生，陆续进入试验，逐渐积累试验结果资料，前后可能掺入了不少干扰因素，有时难于区 分。由于医学科研中利用动物实验的这些优点，我们就把一个非常复杂的多元方程，转变成简单的函数运算，使许多医学上的实践问题和重大 理论问题解决得比较容易，从而大大地推动了医学科学的发展。 2.可以结短研究周期，进行对机体有害或可能有害的处理因素的研究，医学的宗旨是防病治病，增进健康。任何一种处理因素都不得有害 于人的健康，因此任何一种预防或治疗措施（如一种药物、一种手术等），在未肯定其真正有兰无苦之前，严格地说是不允许在临床应用的。 更不用说一些已知对机体有害的因素了。任何新的药物在临床应用前必须先通过动物实验，情定疗效，确定剂量，弄清有无副作用和远期后 果：一种新的手术也必须在动物身上先试验其可行性、效果及问题，并已在动物身上充分掌握其技巧之后，才可用于临床，至于研究各种因素 的致病作用，如寺物、病原生物、极恶劣环境等等，动物实验不仅是必不可缺的，而且常常是唯难一方法， 临床上很多疾病湛伏期或病程很长。研究周期也拖得很长，采用动物复制疾病模型可以大大缩短其潜伏蝴或病程。尤其是那些在人体上不 便进行的研究，完全可以在实验动物身上进行。从而有力地推动了人类疾病的病因学、发病学以及防治方法的研究， 应用动物模型，除了能克服在人类研究中会遇到的理论和社会限制外，还容许采用某些不能应用于人类的方法学途径，这些途径对于研究 低发病率疾病（各种癌症，遗传缺损）和那些因其危验性而对人类进行实验是不道德的疾病，具有特别意义。例如，急性白血病的发病率较
第一节 生物医学研究的基本途径 ■［此处缺少一些内容］■ 段，而且其中的基本操作即生物医学研究过程中的实验方法，是研究者必须掌握的一项基本技能。 医学研究的主要任务是预防与治疗人类的疾病，保障人民健康。它是通过临床研究和实验研究两个基本途径来实现的，而不论临床研究还 是实验室研究均离不开使用实验动物。特别是医学科学从“经验医学”发展到“实验医学”阶段，动物实验就显得更加重要。实验医学的主要特点 是不仅对正常人体或病人（在不损害病人的前提下），而且利用实验室条件，进行包括试管内、动物离体器官、组织、细胞，尤其是整体动物 的实验研究。动物实验方法的采用及发展，促进了医学科学的迅速发展，解决了许多以往不能解决的实验问题和重大理论问题。因此，那些认 为医学的发展主要靠临床观察，动物实验可有可无，认为中医发展所走的道路就是一个有力证明的看法是很不全面的，动物实验不是可有可 无，而是和临床观察一样，是医学科学发展的一个重要手段和基本途径，是缺一不可的，又是互相促进的。在一定意义上说，只有经过严格 的、系统的动物实验才能把医学置于真正的科学的基础上。正如生理学家巴甫洛夫（И.П.ПaBПOB）曾经指出的那样：“整个医学，只有经过 实验的火焰，才能成为它所应当成为的东西。”“只有通过实验，医学才能获得最后的胜利。”这些论点，已经并且正在被医学发展的历程所证 实。 一、临床研究 研究的对象是病人，目的是研究人的疾病发生和发展过程，提高诊断水平、改进治疗方法。 临床试验是以人类（病人或正常人）为受试对象，对比分析处理因素与对照之间在效应与价值上的不同的前瞻性研究。从这一定义出发， 可见它有以下特点： 1．它是前瞻性研究，即必须直接跟踪受试对象。这些对象不一定从同一开始跟踪，但必须从一个确定的起点开始跟踪。单纯回顾性的病例 分析并不是临床试验，因为它没有从一开始就直接观察。同样，临床流行病学调查中的病例对照研究不是临床试验，因为它也是回顾性的研 究。 2．在临床试验中必须有一种或多种处理。作为处理因素的可以是预防或治疗某种疾病的方法、设备或制度等等。因此单纯跟踪无处理的对 象，只能了解疾病的自然发展历史，这是观察而不是试验，不属于临床试验的范畴。 3．临床试验必须有对照，使处理的效应可与之比较。在开始试验时，对照组和试验组在有关各方面必须相当近似，这样最后的组间差别才 能归之于处理的效应。在临床试验中，可以用接受安慰剂或不接受任何处理者作对照，也可用接受当时认为是标准的治疗者作为对照。 4．临床试验是以人为对象，因此必须考虑到对象的安全及某些伦理问题。和动物实验不同，实验者必须取得对象的配合。但由于各种原 因，临床试验常常难以保证受试对象自始至终完全遵从试验的要求，较难得到“纯”的处理组或对照组。 二、实验室研究 研究的对象是实验动物和微生物以及试管试验，这些都离不开实验动物。与临床试验相比，动物实验具有一些独特的特点和优点： 1．可能更严格地控制实验条件。虽然在临床试验中也可能对试验条件加以控制，但由于作为社会的人的高度复杂性，多数情况下难以严格 控制，有进甚至连设置对照组都会遇到很大阻力，给试验的进行和对结果的分析带来很多困难。但是在动物实验中，受试对象和整个实验进程 都处于实验者的完全控制下，可以把很多人体上非常复杂的问题简单化，可以进行各种因素的细微探讨。这是临床研究难于做到的。 机体的某一种机能同时都受许多因素的影响。因而要研究某一特定因素对这一过程的影响就希望能使其他的因素保持固定。在人体是比较 难以做到这一点的，但在动物，无论是整体、离体或试管实验中，都比较容易做到，如试验条件，实验室可以严格控制实验室的温湿度、光 线、声音、动物的饮食、活动等，而临床上很难对病人的生活条件、活动范围加以严格控制，病人对药物治疗以外的其他护理工作的反应，对 医务人员的信赖程度及合作程度更是实验室中所不存在的问题。又如试验对象的选择，动物实验健康状态、甚至遗传和微生物等方面也可以严 加限制，但临床试验中，病人的年龄、性别、体质、遗传等方面是不可能加以选择的。特别是健康状况，动物是健康的或是人工造成的某种疾 病模型，而临床试验是人在生活中先天的或后天的自然环境下所得的病，因此，即使是同一疾病，临床试验中每个人的疾病情况都很复杂，对 同一药物反应也就不同，何况病人除试验治疗的疾病以外，还时常有一些另外的疾病，这样可影响或掩盖试验效果。动物可以同时选取所需要 的数量，同时进行实验取得结果。而病人则是陆续发生，陆续进入试验，逐渐积累试验结果资料，前后可能掺入了不少干扰因素，有时难于区 分。由于医学科研中利用动物实验的这些优点，我们就把一个非常复杂的多元方程，转变成简单的函数运算，使许多医学上的实践问题和重大 理论问题解决得比较容易，从而大大地推动了医学科学的发展。 2．可以缩短研究周期，进行对机体有害或可能有害的处理因素的研究。医学的宗旨是防病治病，增进健康。任何一种处理因素都不得有害 于人的健康，因此任何一种预防或治疗措施（如一种药物、一种手术等），在未肯定其真正有益无害之前，严格地说是不允许在临床应用的， 更不用说一些已知对机体有害的因素了。任何新的药物在临床应用前必须先通过动物实验，肯定疗效，确定剂量，弄清有无副作用和远期后 果；一种新的手术也必须在动物身上先试验其可行性、效果及问题，并已在动物身上充分掌握其技巧之后，才可用于临床，至于研究各种因素 的致病作用，如毒物、病原生物、极恶劣环境等等，动物实验不仅是必不可缺的，而且常常是唯一方法。 临床上很多疾病潜伏期或病程很长，研究周期也拖得很长，采用动物复制疾病模型可以大大缩短其潜伏期或病程。尤其是那些在人体上不 便进行的研究，完全可以在实验动物身上进行。从而有力地推动了人类疾病的病因学、发病学以及防治方法的研究。 应用动物模型，除了能克服在人类研究中会遇到的理论和社会限制外，还容许采用某些不能应用于人类的方法学途径。这些途径对于研究 低发病率疾病（各种癌症、遗传缺损）和那些因其危险性而对人类进行实验是不道德的疾病，具有特别意义。例如，急性白血病的发病率较
低，研究人员可以有意识地提高其在动物种群中的发生频率而推进研究。同样的途径已成功地应用于其他疾病的研究，如血友病、周期性中性 白细胞减少症和自身免疫介导的疾病， 动物模型的另一个富有成效的用途，在于能够细微的观察环境或速传因素对疾病发生发展的影响。这对于长潜伏期疾病的研究特别重要。 为确定特定的环境成分在某些疾病诱发中的作用，可将动物引入自然的或控制的环境中去，随着一些急性传染病的被控制，人们对一些慢性病 日益注意，近年来人们对环境中日益增加的许多慢性致病因素更加注意。有些致病因素需要隔代或者隔几代才能显示出来。人类的寿命是很长 的，一个科学家很难有幸进行3代以下的观察。许多动物由于生命的周期很短，在实验室观察几十代是经而易举的，如果使用微生物甚至可以 观察几百代 3.可以最大限度地获取反映实验效应的样本和资料。在临床试验中，从受试对象取得反映实验效应的资料，往往要受一系列限制，例如对 象拒绝提供。可能损害健康等等。但在动物实验中，通过种种安排，几乎可以不受限制地获得资料，而所有这些资料对于机理分析是至关重要 的。 临床上平时不易调到的疾病，应用动物实验可以随时进行研究。使人们得以对这些疾病进行深入的研究，例如放射病。毒气中毒、烈性传 染病等 以放射病为例，平时极难见到，而采用实验方法在动物身上可成功地复制成造血型、胃防型、心血管型和脑型放射病。大大促进了这种病 的研究。因此，今天我们对幅射损伤的大部分知识，是通过动物实验积累起来的。关于辐射的远期遗传效应至今只有动物实验的材料， 4.可以进行药物的长期疗效和远期效应的观察。药物的长期疗效和远期效应，在实验室采用动物实验方法来观察，没有太大问题，但在临 床研究中问题就比较复杂，如病人多吃或少吃药、病人自动停药、病人另外求医、病人又忠其他疾病，病人死亡以及病人失去联系等均可使治 疗的最终效果很难判定。 5.可以进行一些临床上根本作不到的实验，医学上有些重要的概念确立只有通过动物实验才能作到，临床上是根本作不到的。例如，关于 神经与内分泌的关系早就引起了人们的注意，早在30年代临床上就观察到下丘脑损伤可引起生殖、代谢的素乱，尸体解剖与动物实验都强烈地 提示下丘视脑可能通过分泌某些激素调节垂体前叶的功能从而控制许多内分沦器官的功能，如果这一现象能得到肯定，神经体液调节的概念将 得到决定性的支持，但是化费了40年人们却无法找到下丘脑调节垂体的物质。直到70年代两组科学家分别用10多万个羊和猪的下丘脑提取出几 毫克下丘脑的释放激素，而仅需几微克这类激素就可导致垂体分诊大量激素，才最后确定了下丘脑对垂体的激素调节的新板念，由于下丘脑释 放激素的分离、合成，为神经内分论调节的愿念提供了有力的证据并改变了许多内分泌疾病诊断与治疗的方法，因而这个工作获得诺贝尔奖 金，如果不用动物下丘脑而企图由几万个人的下丘脑提取释放激素那是非常困难甚至于是不可能的。可见医学研究发展到目前已进入一些研究 工作非在动物身上进行不可的阶段。如果说医学的发展单纯地依靠经验的积累，那么就不容易解释为何经历了几干年积累的中医药学在某些重 要方面的发展却落后于近代西方医学呢？中医没有利用动物实验不能不说是一个重要的原因。 三、临床研究和实验室研究的此较 实绘研究对象是 情况不同 临 不健康：实验 :健康并可排除各种病因的作用（可选用无细菌动物、纯系动物等），动物可用一种 病因作 (年龄。性别、体 )不 动物可以达到要求而临床研究 不能 到 ，(动 的遗传性质、特异性可以择〉 实验条件的选择不同 饮食、活动范等以严格控韦制 而临床病人很难达到 关于药物 正明效应：动物可以不考 物的长期效果观察：动物可以长期进行，而病人则较难进行 动物实验的优点 在人体不任进行的研究可以动物身上进行：如增加痛苦或疾病 疾病可在动物身上复制出来：如急性放射病及烧伤和冻伤等。 可以根据需要观察疾病全过程，可细致的观察疾病是怎样发生、发展、最后怎样结局的 买验件可人严密制开可以进行对照 动物实验符合多快好省，可以大在缩短研究周期。很多在自然条件下潜伏明或病程长的疾病（如肿瘤、肺心病等）可以用动物复制成与 人类各种相 是动物实验也有 些缺点，如动物机体结构和代谢特点和人有较大差异，所以动物实验的结果不能完全照盥照抄用于人：有些因素在动 物身上不易观察如头痛及其它精神因素，这是由于动物没有语言，不能表达主观感觉：实验动物往往是麻醉情况下进行实验和观察的，与正常 清醒情况下有一定区别，所以在动物实验设计时必须选择与人相似的实验动物作实验，实验时注意麻醉浓度要适中和其他各种条件的控制，来 克服上述动物实验的缺点。 第二节动物实验基本方法 一、动物实验的常用方法
低，研究人员可以有意识地提高其在动物种群中的发生频率而推进研究。同样的途径已成功地应用于其他疾病的研究，如血友病、周期性中性 白细胞减少症和自身免疫介导的疾病。 动物模型的另一个富有成效的用途，在于能够细微的观察环境或遗传因素对疾病发生发展的影响。这对于长潜伏期疾病的研究特别重要。 为确定特定的环境成分在某些疾病诱发中的作用，可将动物引入自然的或控制的环境中去。随着一些急性传染病的被控制，人们对一些慢性病 日益注意，近年来人们对环境中日益增加的许多慢性致病因素更加注意。有些致病因素需要隔代或者隔几代才能显示出来。人类的寿命是很长 的，一个科学家很难有幸进行3代以下的观察。许多动物由于生命的周期很短，在实验室观察几十代是轻而易举的，如果使用微生物甚至可以 观察几百代。 3．可以最大限度地获取反映实验效应的样本和资料。在临床试验中，从受试对象取得反映实验效应的资料，往往要受一系列限制，例如对 象拒绝提供、可能损害健康等等。但在动物实验中，通过种种安排，几乎可以不受限制地获得资料，而所有这些资料对于机理分析是至关重要 的。 临床上平时不易遇到的疾病，应用动物实验可以随时进行研究。使人们得以对这些疾病进行深入的研究，例如放射病、毒气中毒、烈性传 染病等。 以放射病为例，平时极难见到，而采用实验方法在动物身上可成功地复制成造血型、胃肠型、心血管型和脑型放射病。大大促进了这种病 的研究。因此，今天我们对辐射损伤的大部分知识，是通过动物实验积累起来的。关于辐射的远期遗传效应至今只有动物实验的材料。 4．可以进行药物的长期疗效和远期效应的观察。药物的长期疗效和远期效应，在实验室采用动物实验方法来观察，没有太大问题，但在临 床研究中问题就比较复杂，如病人多吃或少吃药、病人自动停药、病人另外求医、病人又患其他疾病，病人死亡以及病人失去联系等均可使治 疗的最终效果很难判定。 5．可以进行一些临床上根本作不到的实验。医学上有些重要的概念确立只有通过动物实验才能作到，临床上是根本作不到的。例如，关于 神经与内分泌的关系早就引起了人们的注意，早在30年代临床上就观察到下丘脑损伤可引起生殖、代谢的紊乱，尸体解剖与动物实验都强烈地 提示下丘视脑可能通过分泌某些激素调节垂体前叶的功能从而控制许多内分泌器官的功能，如果这一现象能得到肯定，神经体液调节的概念将 得到决定性的支持，但是化费了40年人们却无法找到下丘脑调节垂体的物质。直到70年代两组科学家分别用10多万个羊和猪的下丘脑提取出几 毫克下丘脑的释放激素，而仅需几微克这类激素就可导致垂体分泌大量激素，才最后确定了下丘脑对垂体的激素调节的新概念，由于下丘脑释 放激素的分离、合成，为神经内分泌调节的概念提供了有力的证据并改变了许多内分泌疾病诊断与治疗的方法，因而这个工作获得诺贝尔奖 金。如果不用动物下丘脑而企图由几万个人的下丘脑提取释放激素那是非常困难甚至于是不可能的。可见医学研究发展到目前已进入一些研究 工作非在动物身上进行不可的阶段。如果说医学的发展单纯地依靠经验的积累，那么就不容易解释为何经历了几千年积累的中医药学在某些重 要方面的发展却落后于近代西方医学呢？中医没有利用动物实验不能不说是一个重要的原因。 三、临床研究和实验室研究的比较 由上述介绍的临床研究和实验室研究的特点中可以清楚地了解到实验室研究与临床研究有不同且有很多优点。 临床研究和实验室研究的不同点： 1．研究对象不同：临床研究对象是病人，实验研究对象是动物和细菌等。 2．实验对象的健康情况不同：临床：不健康；实验室：健康并可排除各种病因的作用（可选用无细菌动物、纯系动物等），动物可用一种 病因作用而发生某一疾病。 3．实验的具体要求（年龄、性别、体重）不同：动物可以达到要求而临床研究则不能达到。（动物的遗传性质、特异性可以选择） 4．实验条件的选择不同：实验室的温度、光线、饮食、活动范围等可以严格控制；而临床病人很难达到。 5．关于药物远期效应：动物可以不考虑，而病人则不行。 6．药物的长期效果观察：动物可以长期进行，而病人则较难进行。 动物实验的优点： 1．在人体不便进行的研究可以动物身上进行；如增加痛苦或疾病。 2．在平时见不到的疾病可在动物身上复制出来；如急性放射病及烧伤和冻伤等。 3．可以根据需要观察疾病全过程，可细致的观察疾病是怎样发生、发展、最后怎样结局的。 4．实验室条件可以严密控制并且可以进行严密对照。 5．动物实验符合多快好省，可以大在缩短研究周期。很多在自然条件下潜伏期或病程长的疾病（如肿瘤、肺心病等）可以用动物复制成与 人类各种相似的疾病模型。 但是动物实验也有一些缺点，如动物机体结构和代谢特点和人有较大差异，所以动物实验的结果不能完全照搬照抄用于人；有些因素在动 物身上不易观察如头痛及其它精神因素，这是由于动物没有语言，不能表达主观感觉；实验动物往往是麻醉情况下进行实验和观察的，与正常 清醒情况下有一定区别，所以在动物实验设计时必须选择与人相似的实验动物作实验，实验时注意麻醉浓度要适中和其他各种条件的控制，来 克服上述动物实验的缺点。 第二节 动物实验基本方法 一、动物实验的常用方法
在医学教学、科研和医学工作中，不论是从事基础医学的还是临床医学、预防医学，都需要用实验动物来进行各种实验。通过对动物的实 验的观察和分析，来研究和解决医学上存在的许多问题，动物实验方法已成为医学科学研究和救学工作中必不可少的重要手段。动物实验方法 是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药。 采血、采尿。急数，处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者 必须掌据的一 项基本功 动物实验按机体水平不同的可分为整体实验和离体实验两种，还可进一步具体地分为亚细胞、细胞、组织。器官，整体动物和无损伤动物 等水平的实验。按动物实验的时问长短可分为急性实验(2天以内)，亚急性实验(1“4周)和慢性实验(2~6个月或更长时问甚至整个生武 期) 动物实验的方法很多，如有生理学的动物实验方法：病理生理学的动物实验方法：药理学的动物实验方法：病理解制学、组织学的动物实 验方法：微生物学和免疫学的动物实验方法等等。下面举一些动物实验的常用方法： 1.复制动物模型法此法是动物实验最基本的方法。是采用人工的方法使动物在一定致病因素（机械、化学、生物和物理）作用下，造成动 物的组织，器官或全身的一定损伤，复制成与人类疾病相似的动物疾病模型，来研究各种疾病的发生、发展规律及防治方法。 。切开、分离法此法是以活体动物为对象的整体实验常用方法。习惯上把在麻醉情况下，制备一些实验条件（如活体解制、分商暴露器 宜、组织或进行一些手术制备等指施)进行研究者称“急性动物实验”。其优点是比较简使，操作后可以即进行观察，实验条件相对地较易控 制，对要研究的器官，有可能直接观察。但存在着麻醉、手术创造及存活时间较短等因素，也会对实验结果带来一定的影响。因此采用此法应 注意麻醉深度更适中，手术要轻巧，少出血、减少创伤，并要熟悉手术部位的神经、血管等解副。 3.切除和注入提取液法常用于研究内分论器官的生理和病理病变，如研究切除某一象体后看辐射对机体的影响，切除某一腺体后看出现什 么症状而推论这种腺体的功能：如蝌封无甲状腺素，如注入甲状象索，绑蚪很快变成了蛙。 4.离体组织器官法离体实验是利用动物的离体组织、器宜成生物性致病因子（微生物、寄生虫等），置于一定的存活条件下（如相度、营 养成分、氧气、水，pH等)进行观察的一种实验方法。如可利用离体肠管观察药物对肠管动物、吸收、通透性、血流情况等的影响，并进行作 用机理的分析；利用离体胆囊来筛选引起胆囊舒缩的药物：利用大肠杆菌或其它细菌进行药物敏感性实验。寻找抑制细菌生长的药物，并研究 其作用规律，以便为阳道感染的防治提供线索。动物组织、细胞的培养也常用此种方法。离体实验的优点是方法比较简单，一般不需要很复杂 的仪器设备。实验条件比较容易控制，牵涉的人力较少，因此常被列为分析性研究的一种手段。不足之处是模拟的存活条件毕竟与整体的实际 情况有较大的出入，其结果也往往与体内的变化有一定距离，因此可以作为整体研究的补充和参考。 5.接管法用无菌手术方法给动物造成不同的人造接管如胃肠道痿管、膀胱瘘管、唾液腺痿管、食道接管、胆囊接管等，这些瘘管可以收集 内脏液体，是生理学消化研究的主要方法。此种方法是慢性动物实验所常用的方法。侵性动物实验一般是先在无苗操作下制备好实验模型（接 管法是其中一种)，待动物恢复健康后进行研究。这类研究方法的优点在于被研究的对象，其机体内外环境已处于较自然的相对平衡状态，条 件比较稳定，所得的结果接近生理情况。但需要事先制备，术后护理，等动物恢复健康后才能从事实验，花法时间较长，工作量较大，因而在 选用上受到一定限制。除了用手术制备的动物实验外，运用药物或食饵等措施制备病理模型，如诱发各种实验性动物疾病模型的方法也可归为 慢性动物实验。 6.移植法一般是将动物的器官、组织或细胞进行相互移植的一种方法。如骨髓移植时，将小鼠A(供体)的骨髓注入到小风B的血液中 (受体)，很快可见魂结节化（牌造血）。牌结节的数量反应了造血干细跑的多少，由此可以观察干细孢的变化，各小鼠之间的骨髓移植叫同 种骨髓移植，同一品系小鼠内各小鼠之间的骨随移植叫同系骨，小鼠骨随移植给大鼠则叫异种骨髓移植，动物各种组织、器宜的移植也是实 7,生物电.活性观察法对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观察记录，如心电、肌电、脑电等：对动物组织中各种活动物质用生物化 学法测定。如各种确。激素等】 动物各种疾东时病理组织学改变可从组织学的鱼府来探 疾病防治机理，例如通过闹尾组织节片和肉眼观察，分析口中药、针刺或局部药对有炎症民的影响，明不同证型时南民变化的病理 特点以及某些病人用中西医结合非手术治 于电子显技术的进展，不仅可以现察到病变时细胞内细胞器等亚细胞结 构的变化，而目也可以运 电子扫方法对动物器的微小结构进行完整的表层 角学双察法注入抗原使动物致敏。 血清、抗组织免疫血清笔平用、 ,如常选用新西兰或大白耳家免制备病原体免疫血清。间接免疫血清、抗补体抗体 标记免疫技术放射气 术.免疫电镜技术等对动物免夜后各 疫变化进行检直 0,其它方法如联体动物法，条件反 法生物 传法、放射生 物法 药物化学等等 动物实验的基本操作技术方法，根据实验顾序分述如下 二、实验动物的抓取固定方法 正确的抓取定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内 容和动物类而定。抓取固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大担敢捷，确实达到正 确抓取固定动物的目的。 (一)小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一設不会咬人，抓取时先用右手抓取民尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓佳小鼠的阿 耳和颈部皮肤（见图11之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图1之二）。人经验者直接 用左手小指钩起鼠尼，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌周、皮下、肌肉和腹 腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小配作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物
在医学教学、科研和医学工作中，不论是从事基础医学的还是临床医学、预防医学，都需要用实验动物来进行各种实验。通过对动物的实 验的观察和分析，来研究和解决医学上存在的许多问题，动物实验方法已成为医学科学研究和教学工作中必不可少的重要手段。动物实验方法 是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、 采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者 必须掌握的一项基本功。 动物实验按机体水平不同的可分为整体实验和离体实验两种，还可进一步具体地分为亚细胞、细胞、组织、器官，整体动物和无损伤动物 等水平的实验。按动物实验的时间长短可分为急性实验（2天以内）、亚急性实验（1～4周）和慢性实验（2～6个月或更长时间甚至整个生命 期）。 动物实验的方法很多，如有生理学的动物实验方法；病理生理学的动物实验方法；药理学的动物实验方法；病理解剖学、组织学的动物实 验方法；微生物学和免疫学的动物实验方法等等。下面举一些动物实验的常用方法： 1．复制动物模型法此法是动物实验最基本的方法，是采用人工的方法使动物在一定致病因素（机械、化学、生物和物理）作用下，造成动 物的组织，器官或全身的一定损伤，复制成与人类疾病相似的动物疾病模型，来研究各种疾病的发生、发展规律及防治方法。 2．切开、分离法此法是以活体动物为对象的整体实验常用方法。习惯上把在麻醉情况下，制备一些实验条件（如活体解剖、分离暴露器 官、组织或进行一些手术制备等措施）进行研究者称“急性动物实验”。其优点是比较简便，操作后可以即进行观察，实验条件相对地较易控 制，对要研究的器官，有可能直接观察。但存在着麻醉、手术创造及存活时间较短等因素，也会对实验结果带来一定的影响。因此采用此法应 注意麻醉深度更适中，手术要轻巧，少出血、减少创伤，并要熟悉手术部位的神经、血管等解剖。 3．切除和注入提取液法常用于研究内分泌器官的生理和病理病变，如研究切除某一腺体后看辐射对机体的影响，切除某一腺体后看出现什 么症状而推论这种腺体的功能；如蝌蚪无甲状腺素，如注入甲状腺素，蝌蚪很快变成了蛙。 4．离体组织器官法离体实验是利用动物的离体组织、器官或生物性致病因子（微生物、寄生虫等），置于一定的存活条件下（如温度、营 养成分、氧气、水、pH等）进行观察的一种实验方法。如可利用离体肠管观察药物对肠管动物、吸收、通透性、血流情况等的影响，并进行作 用机理的分析；利用离体胆囊来筛选引起胆囊舒缩的药物；利用大肠杆菌或其它细菌进行药物敏感性实验。寻找抑制细菌生长的药物，并研究 其作用规律，以便为胆道感染的防治提供线索。动物组织、细胞的培养也常用此种方法。离体实验的优点是方法比较简单，一般不需要很复杂 的仪器设备。实验条件比较容易控制，牵涉的人力较少，因此常被列为分析性研究的一种手段。不足之处是模拟的存活条件毕竟与整体的实际 情况有较大的出入，其结果也往往与体内的变化有一定距离，因此可以作为整体研究的补充和参考。 5．瘘管法用无菌手术方法给动物造成不同的人造瘘管如胃肠道瘘管、膀胱瘘管、唾液腺瘘管、食道瘘管、胆囊瘘管等。这些瘘管可以收集 内脏液体，是生理学消化研究的主要方法。此种方法是慢性动物实验所常用的方法。慢性动物实验一般是先在无菌操作下制备好实验模型（瘘 管法是其中一种），待动物恢复健康后进行研究。这类研究方法的优点在于被研究的对象，其机体内外环境已处于较自然的相对平衡状态，条 件比较稳定，所得的结果接近生理情况。但需要事先制备，术后护理，等动物恢复健康后才能从事实验，花费时间较长，工作量较大，因而在 选用上受到一定限制。除了用手术制备的动物实验外，运用药物或食铒等措施制备病理模型，如诱发各种实验性动物疾病模型的方法也可归为 慢性动物实验。 6．移植法一般是将动物的器官、组织或细胞进行相互移植的一种方法。如骨髓移植时，将小鼠A（供体）的骨髓注入到小鼠B的血液中 （受体），很快可见脾结节化（脾造血）。脾结节的数量反应了造血干细胞的多少，由此可以观察干细胞的变化。各小鼠之间的骨髓移植叫同 种骨髓移植，同一品系小鼠内各小鼠之间的骨髓移植叫同系骨髓，小鼠骨髓移植给大鼠则叫异种骨髓移植。动物各种组织、器官的移植也是实 验研究中常用的方法。 7．生物电、活性观察法对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观察记录，如心电、肌电、脑电等；对动物组织中各种活动物质用生物化 学法测定，如各种酶，激素等。 8．病理解剖学、组织学观察法采用肉眼观察、光镜和电镜检查，来观察、分析动物各种疾病时病理组织学改变。可从组织学的角度来探讨 疾病防治机理，例如通过阑尾组织节片和肉眼观察，分析口服中药、针刺或局部敷药对有炎症阑尾的影响，阐明不同证型时阑尾变化的病理学 特点以及某些病人用中西医结合非手术治疗后复发的原因。近年来由于电子显微技术的进展，不仅可以观察到病变时细胞内细胞器等亚细胞结 构的变化，而且也可以运用电子扫描方法对动物器官的微小结构进行完整的表层观察。 9．免疫学观察法注入抗原使动物致敏，制备各种抗血清，如常选用新西兰或大白耳家兔制备病原体免疫血清、间接免疫血清、抗补体抗体 血清、抗组织免疫血清等。采用免疫荧光技术、酶标记免疫技术、放射免疫测定技术、免疫电镜技术等对动物免疫后各种免疫变化进行检查。 10．其它方法如联体动物法，条件反射法、生物遗传法、放射生物法、药物化学等等。 动物实验的基本操作技术方法，根据实验顺序分述如下： 二、实验动物的抓取固定方法 正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内 容和动物类而定。抓取固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正 确抓取固定动物的目的。 （一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两 耳和颈部皮肤（见图11-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图11-1之二）。人经验者直接 用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹 腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物
先取背卧位（必要时先行麻醉） ,再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图11-2】，先根据 动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即 可进行尾静脉注射或尾静脉采血等损作， 图111小鼠，的抓取固定方法 图112小鼠民静脉注射方法 (仁)大鼠的抓取园定方法 大的抓取斯基本同小。只不过大比小且牙尖性猛，不易用装击方式抓取，否则会被咬伤手指，抓取时为避免伤，可带上帆布王 套。如果行腔肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是 用指和食指授住息耳，余下三指紧根背皮肤置于左堂 中，这样右手即可进行各种实验提作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后，一把抓住。若做手术或解副等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉 线绳活铺盈，背卧位绑在大鼠固定板上：尾静脉注射时的固定网小鼠（只需将团定架改为大鼠定盒即可） ()蛙类的抓取固定方法 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢。右手进 行操作（图1-3） 图1}蛙抓取围定方法 ,注意勿挤压其两则耳部突起之声 支知位定】 经系统反应时不应玻坏脑脊髓)或麻醉后用大头针固定在蛙板上。依实验需要采取俯卧 豚鼠的抓取固定方 列 受惊 必须 一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上 方，以得指和食指环颈部，另一只手托住臀部（偶14）。固定 式基本同大鼠
先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图11-2），先根据 动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即 可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图11-1小鼠的抓取固定方法 图11-2 小鼠尾静脉注射方法 （二）大鼠的抓取固定方法 大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指，抓取时为避免咬伤，可带上帆布手 套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心 中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后，一把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉 线绳活缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒即可）。 （三）蛙类的抓取固定方法 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进 行操作（图11-3）。 图11-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法 在抓取是蟾蜍时，注意勿挤压其两则耳部突起之毒腺，以免毒液射进眼中。 实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。依实验需要采取俯卧位 或仰卧位固定。 （四）豚鼠的抓取固定方法 豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时，必须稳、准和迅速。一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上 方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部（图11-4）。固定的方式基本同大鼠
图14豚鼠的抓取固定方法 过 方使 然后左手托其臀部或腹部，让其体重重量的 、耳血管注射等情况：若做血压测 头以固定 仕1百白B 马谛形固定器可使免 图11.5家免抓取方法 12、3均为不正确的抓取方法1. 可损伤两肾，2，可造成皮下出血，3可伤两耳)，4.5为正确的抓取方法。预后部的皮厚可以抓 并用手托免体， 图116家免盒式固定法 未经训练用于急性实验的狗性凶恶， 能咬人 因此进行实验时第一个步是要绑住狗 驯服的狗绑嘴时可从侧面靠近轻轻抚摸其颈片 部皮毛，然后迅速用布带缚住其嘴。方法是用布带迅速兜住狗的下领 到上打 个结。统但下下打第一结，然后将布带引至头后镇 部打第三个结，并多系 个活结（以爸麻后群 注总捆 11-9 若此 应用狗实甜哭住其部，将河按国 在地，再绑其嘴。如实验需要静脉麻醉时，可先使动物麻醉后再移去狗头 把动物放在实验台上 然后先固定头部，再固定四
图11－4 豚鼠的抓取固定方法 （五）兔的抓取固定方法 1．抓取：实验家兔多数饲养在笼内，所以抓取较为方便，一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，让其体重重量的 大部分集中在左手上（图11-5），这样就避免了抓取过程中的动物损伤。不能采用抓双耳或抓提腹部。 2．固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。盒式固定（图11-6），适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压测量、 呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上（图11-7），四肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹 固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；马蹄形固定（图11-8）多用于腰背部，尤其是颅脑部位的实验，固定时先剪去两侧眼眶下部 的毛皮，暴露颧骨突起，调节固定器两端钉形金属棒。使其正好嵌在突起下方的凹处，然后在适当的高度固定金属榛。用马蹄形固定器可使兔 取用背卧位和腹卧位，所以是研究中常采用的固定方法。 图11-5 家兔抓取方法 1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾，2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓取方法。颈后部的皮厚可以抓， 并用手托兔体。 图11-6 家兔盒式固定法 图11-7 家兔台式固定法 （六）狗的抓取固定方法 未经训练用于急性实验的狗性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住狗嘴。驯服的狗绑嘴时可从侧面靠近轻轻抚摸其颈背 部皮毛，然后迅速用布带缚住其嘴。方法是用布带迅速兜住狗的下颌，绕到上颌打一个结，再绕回下颌下打第二结，然后将布带引至头后颈项 部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。注意捆绑松紧度要适宜（图11-9），倘若此举不成，应用狗头钳夹住其颈部，将狗按倒 在地，再绑其嘴。如实验需要静脉麻醉时，可先使动物麻醉后再移去狗头钳，解去绑嘴带，把动物放在实验台上，然后先固定头部，再固定四 肢
图11-8家免马蹄形固定 机叭 图11·9狗嘴捆绑法 1,头部固定：固定狗头需用一特制的狗头固定器，狗头固定器为一圆铁圈，园的中央有一弓形铁，与棒螺丝相连，下面有一根平直铁门. 操作时先将狗舌拉出，把狗嘴插入固定器的铁圈内，再用平直铁门横贯于犬齿后部的上下领之间，然后向下旋转棒细丝，使弓形铁逐渐下压在 动物的下领骨上，把铁柄固定在实验台的铁柱上即可， 2四肢固定：如采取仰卧位，四肢固定方法与家免相同。 三、实验动物编号标记方法 动物在实验前常常需要作适当的分组，那么就要将其标记使各组加以区别。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清断、耐久、简 师活用的要成」 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、格印、号神等方法， 【一颜料涂垫 这种标记方法在空验室最常使用。也很方低。使用的领料一船有35%著酸溶苗），%硝酸根色）溶液和05%中性品红【红 色)等 力物 左 翻上的计为 部计为 部为5号 为 编号超过10或买 字时 可使用上两种不同 色作为十位数 这种 使用可编到9 限使把红的记为十位 个位数 那么右后甜黄 号鼠（图1110），其余 7 图110色被毛涂擦标记法 数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蕴着溶在酒精中的黑题在刺号上加以涂抹，焰印前最好对焰印部位预先用酒精消毒， (但)号牌法 牌号固定于实验动物的耳 ,大动物可系于颈上 对猴、狗猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可 四、实验动物的随机分组方法 动物实验时，常常需要将选挥好的实验动物，按研究需要分成若干个组，分组时为了避免人为的因素影响常应用随机数字表进行完全随机 化的分组。 1.将实验单位随机分成两组设有小鼠14号，试用随机数字表格其分成两组。先将小鼠依次编为1.2.3…14号，然后任意从随机数字 表的某一行某一数字开始抄录14个数，编排如下 动物端号 10111213
图11-8家兔马蹄形固定 图11－9 狗嘴捆绑法 1．头部固定：固定狗头需用一特制的狗头固定器，狗头固定器为一圆铁圈，圈的中央有一弓形铁，与棒螺丝相连，下面有一根平直铁闩。 操作时先将狗舌拉出，把狗嘴插入固定器的铁圈内，再用平直铁闩横贯于犬齿后部的上下颌之间，然后向下旋转棒螺丝，使弓形铁逐渐下压在 动物的下颌骨上，把铁柄固定在实验台的铁柱上即可。 2.四肢固定：如采取仰卧位，四肢固定方法与家兔相同。 三、实验动物编号标记方法 动物在实验前常常需要作适当的分组，那么就要将其标记使各组加以区别。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简 便、适用的要求。 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。 （一）颜料涂染 这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。使用的颜料一般有3-5%苦味酸溶（黄），2%硝酸银（咖啡色）溶液和0.5%中性品红（红 色）等。标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。编号的原则是：先左后右，从上到下。一般把涂 在左前腿上的计为1号，左侧腹部计为2号，左后腿为3号，头顶部计为4号，腰背部为5号，尾基部为6号，右前腿为7号，右侧腰部为8号，右后 腿计为9号。若动物编号超过10或更大数字时，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个倍数，另一种颜色作为十位数，这种交 互使用可编到99号，假使把红的记为十位数，黄色记为个位数，那么右后腿黄斑，头顶红斑，则表示是49号鼠（图11-10），其余类推。 图11-10颜色被毛涂擦标记法 （二）烙印法 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。 （三）号牌法 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上。 对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可。 四、实验动物的随机分组方法 动物实验时，常常需要将选择好的实验动物，按研究需要分成若干个组，分组时为了避免人为的因素影响常应用随机数字表进行完全随机 化的分组。 1．将实验单位随机分成两组 设有小鼠14号，试用随机数字表将其分成两组。先将小鼠依次编为1、2、3……14号，然后任意从随机数字 表的某一行某一数字开始抄录14个数，编排如下： 动物编号 １ ２ ３ ４ ５ ６ ７ ８ ９ １０ １１ １２ １３
16 77 94 3949 54 43 5482 17 37 93 现令单数代表A组，双数代表B组，结果列入A组的动物有8只，列入B组的动物有6只，如要使两组相等，须将A组减少一只，划入B组。应 把那一只小鼠划入B组，仍可用随机数字表，在上述抄录的14个数后面冉抄录一个数字为78，此数以8除之，因为归入A组的小且有8只，故以8 除，得余数6。于是把第6个A(即编写为第12号的小鼠)划给B组。经过这样调整，两组小园的分配如下。 13 14 2.将实验单位随机分成三组设有动物15只，随机等分成八A、B、C三组，将动物编号后，按上述方法，从随机数字表抄录15个数字，将 各数一律以除之，并以余数1,2、3代表A,B.C,结果日入A组的动物6只，日入B组的动物4只，归入C组的动物5只，即： 物号码 10 121314 18 除了后的余 62 40 19 40 83 95 34 19 91 69 03 要使三的动物数相等，须把原归八组的6只动物中的1只改配到B组去，可以随机数字表继续按斜角线抄录一个数字，得60，以6除之，除 尽（相当于余数为6），就可以把第六个4（即12号）动物改为B组。调整后各组的动物 号如下 五、实验动物被毛的去除方法 因此实验 常需去 物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和脱毛三种 物合 不可用手起毛 位 时需注意以下几 以免剪破皮肤 准次剪 不 男下 容器 勿遗留在手术野和免 ,以保证手术野的清洁和防止注射器等夹毛 缘静 注射或取 时以及 ,以利操作 脱毛：脱毛系 用化学药品脱去动物的被毛 ,适用于无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和病理变化 硫化钠3g、肥皂粉1g,淀粉7g,加水适量调或糊 (②流化钠8g、淀粉7g、插4g、甘油5g、硼砂1g,加水75ml,. 以上脱毛剂配方适用于家兔、大白鼠、小白鼠等小动物的脱毛 4化钠108、生石庆15g,溶于10 m水内，此配方适用于狗等大动物的脱毛。 使用以上各种脱毛剂都应事先剪短被毛 以节省脱毛剂并减少对皮肤的刺激反应，应用时用棉球藤脱毛剂，在所需局部涂一薄层，2~ 分钟后，用温水洗去脱落的被毛，以妙布擦干局部，涂一层油脂即可 六、实验动物给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据 实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定， (一)皮下注射 注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5(12)号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的 内侧或小腹部：大白鼠可在侧下演部。免在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 【二)皮内注射 皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之拥紧，在两指之间。用结核菌素注射器连412)细针 头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘， 三)肌肉注射 肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的郎位，一般多选霄部。注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射.给小白 鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5(12)针头的注射器。将针头利入大腿外侧肌肉，将药液注 入 (四)腹腔注射 用大、小白国做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推0.3~1.0m,再 以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图1111），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家免， 进针部位为下部的腹白 线密开1cm处
随机数目 １６ ２２ ７７ ９４ ３９ ４９ ５４ ４３ ５４ ８２ １７ ３７ ９３ 归 组 Ｂ Ｂ Ａ Ｂ Ａ Ａ Ｂ Ａ Ｂ Ｂ Ａ Ａ Ａ 现令单数代表A组，双数代表B组，结果列入A组的动物有8只，列入B组的动物有6只。如要使两组相等，须将A组减少一只，划入B组。应 把哪一只小鼠划入B组，仍可用随机数字表，在上述抄录的14个数后面再抄录一个数字为78，此数以8除之，因为归入A组的小鼠有8只，故以8 除，得余数6。于是把第6个A（即编写为第12号的小鼠）划给B组。经过这样调整，两组小鼠的分配如下。 Ａ组： ３ ５ ６ ８ １１ １３ １４ Ｂ组： １ ２ ４ １２ ７ ９ １０ 2．将实验单位随机分成三组 设有动物15只，随机等分成A、B、C三组。将动物编号后，按上述方法，从随机数字表抄录15个数字，将 各数一律以3除之，并以余数1、2、3代表A、B、C，结果归入A组的动物6只，归入B组的动物4只，归入C组的动物5只，即： 动物号码 １ ２ ３ ４ ５ ６ ７ ８ ９ １０ １１ １２ １３ １４ 随机数目 １８ ６２ ４０ １９ １２ ４０ ８３ ９５ ３４ １９ ４４ ９１ ６９ ０３ 除了后的余数 ３ ２ １ １ ３ １ ２ ２ １ １ ２ １ ３ ３ 归 组 Ｃ Ｂ Ａ Ａ Ｃ Ａ Ｂ Ｂ Ａ Ａ Ｂ Ａ Ｃ Ｃ 要使三组的动物数相等，须把原归A组的6只动物中的1只改配到B组去。可以随机数字表继续按斜角线抄录一个数字，得60，以6除之，除 尽（相当于余数为6），就可以把第六个A（即12号）动物改为B组。调整后各组的动物编号如下： Ａ组： ３ ４ ６ ９ １０ Ｂ组： ２ ７ ８ １１ １２ Ｃ组： １ ５ １３ １４ １５ 五、实验动物被毛的去除方法 动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察，因此实验中常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和脱毛三种。 剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛时需注意以下几点： ⑴把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤； ⑵依次剪毛，不要乱剪； ⑶剪下的毛集中放在一个容器内，勿遗留在手术野和兔台周围，以保证手术野的清洁和防止注射器等夹毛。 拔毛：兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠作尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去，以利操作。 脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。 常用脱毛剂的配方： ⑴硫化钠3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水适量调成糊状。 ⑵硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水75ml。 ⑶硫化钠8g，溶于100ml水中。 以上脱毛剂配方适用于家兔、大白鼠、小白鼠等小动物的脱毛。 ⑷硫化钠10g、生石灰15g，溶于100ml水内，此配方适用于狗等大动物的脱毛。 使用以上各种脱毛剂，都应事先剪短被毛，以节省脱毛剂，并减少对皮肤的刺激反应，应用时用棉球蘸脱毛剂，在所需局部涂一薄层，2-3 分钟后，用温水洗去脱落的被毛，以纱布擦干局部，涂一层油脂即可。 六、实验动物给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据 实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。 （一）皮下注射 注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的 内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 （二）皮内注射 皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针 头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。 （三）肌肉注射 肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。给小白 鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注 入。 （四）腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再 以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图11-11），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔， 进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处
图1 小鼠腹腔注射方法 五) 布清 央为动物 ,耳外缘为静脉 内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定 常用。先拔去注射 ,用手指弹动或 使 充，左 无名指 垫在下面，右手利 注射器连6号针头尽量从静脉的远端入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图1112），然后拔出针头，用手压 迫针眼片刻， 图1-12家免耳缘静脉注射方法 2.小白酿和大白鼠： 一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根。左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根 也可采用，但位置容易固定。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45一50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血 管扩张，并可使表皮角质软化，以左手海指和食指捏住鼠民两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起民巴，以无名指和小指夹住民巴的末梢，右 手持注射器连412号细针头使针头与静陈平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2.3厘米）处进针此处皮满易于刺入，先缓注 少量药液，如无阳力，表示针头已进入静脉，可继续注入注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以 后向尾根部方向移动注射（图113）。 85m 3cm 图11-13小鼠民静脉注射方法 3.狗：狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉（图1-14）或后肢小隐静脉（图11-15）注射。注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被 毛，用胶皮带扎紧（或用手抓需）静脉近端，使血管充盈。从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绵带（或两手），缓缓 注入药液。 图114，狗前肢头静脉注射
图11-11 小鼠腹腔注射方法 （五）静脉注射 1．兔：兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。先拔去注射 部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持 注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图11-12），然后拔出针头，用手压 迫针眼片刻。 图11-12 家兔耳缘静脉注射方法 2．小白鼠和大白鼠：一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根 也可采用，但位置容易固定。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血 管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右 手持注射器连4(1/2)号细针头，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注 少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以 后向尾根部方向移动注射（图11-13）。 图11-13 小鼠尾静脉注射方法 3．狗：狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉（图11-14）或后肢小隐静脉（图11-15）注射。注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被 毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近端，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手），缓缓 注入药液。 图11-14 狗前肢头静脉注射
图11-15狗后肢小隐静脉注射 4.蛙（或蝙嫁）：将蛙或蟾蜍脑沓萄破坏后，仰卧固定于娃板上，沿腹中线稍左剪开腹肌。可见到腹静脉贴着腹壁肌肉下行，将注射针头 沿血管平行方向刺入即可（图1116）， 图11-16蛙腹登静静注射 几种常用的动物不同给药途径的注射量可参考表11-1 表1！几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升） 主射途径 狗 肌静 02-05 010. 10-3 3-10 (六)淋巴囊注射 蛙类常采用 因其皮下有数个淋巴囊 ,注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头背淋巴囊常作为蛙类给药途在 般多选用腹都淋巴囊 注射时将针头从 即进入淋 药。方法是将针头刺入口腔，使穿过下领肌层入胸淋巴囊内注入药液， 一次浸大注射量为1毫升，蛙全身分布为咽 、胸、背、腹侧、腹、大腿 和等七个淋巴囊（1117） 图1[7结全身巴囊分布 七经口给药 经口拾药多用法。出法剂量准确。用干小白。大白家免等动物 阔国焊一圆头，注意勿堵塞针孔，即成灌胃针 亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋，作为导管。灌胃时将针按在注射器上，吸入药液。左手 住息背都及预部皮肤将动
图11-15 狗后肢小隐静脉注射 4．蛙（或蟾蜍）：将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后，仰卧固定于蛙板上，沿腹中线稍左剪开腹肌，可见到腹静脉贴着腹壁肌肉下行，将注射针头 沿血管平行方向刺入即可（图11-16）。 图11-16 蛙腹壁静静注射 几种常用的动物不同给药途径的注射量可参考表11-1。 表11-1 几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升） 注射途径 小鼠 大鼠 豚鼠 兔 狗 腹 腔 0.2-1.0 1-3 2-5 5-10 5-15 肌 肉 0.1-0.2 0.2-0.5 0.2-0.5 0.5-1.0 2-5 静 脉 0.2-0.5 1-2 1-5 3-10 5-15 皮 下 0.1-0.5 0.5-1.0 0.5-2 1.0-3.0 3-10 （六）淋巴囊注射 蛙类常采用此法，因其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头背淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给 药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。有时也可采用胸淋巴囊给 药。方法是将针头刺入口腔，使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注入药液，一次最大注射量为1毫升。蛙全身分布为咽、胸、背、腹侧、腹、大腿 和脚等七个淋巴囊（图11-17）。 图11-17 蛙全身淋巴囊分布 （七）经口给药 在急性试验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。 1．小鼠、大鼠（或豚鼠）用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨剂，用焊锡在针尖周围焊一圆头，注意勿堵塞针孔，即成灌胃针； 亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋，作为导管。灌胃时将针按在注射器上，吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物
固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阳力。若感到阳力或动物净扎 时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。 股当灌胃针插入小鼠3·4cm,大鼠或新鼠46cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.1ml,大鼠14ml,豚鼠为15ml, 2.狗、免.、猫、猴灌胃时，先将动物固定，再将特制的扩口器放入动物口中，扩口器之宽度可视动物口腔大小而定，如狗的扩口器可用 木料制成长方形，长约10-15cm,相细应适合狗离，约23cm,中间粘一小孔，孔的直途为5-10cm.灌月时将扩口器放于上述动物上下门牙之 后，并用绳将它固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经扩口器上的小园孔插入，沿明后壁而进入食道，此时应检查导管是否正 确插入食道，可将导管外口置于一盛水的烧怀中，如不发生气泡，即认为此导管是在食道中，未误入气管，即可将药液灌入。 图11.18狗灌周方法 经我们大量实验，给狗、免等动物灌胃时，可不用扩口器也能顺利将药液灌入厚内，狗灌胃时，用12号灌宵管，左手抓住狗嘴，右手中指 由右莲角插入，揽到最后一对日齿后的天然空琼，周管由此空隙项食管方向不断插入约2cm,可达周内，将胃管另一端插入水中，如不出气 泡，表示确已进入周，而没误入气管内，即可灌入。免潭胃时，将兔固定在木制固定盒内左手虎口卡住并固定好免嘻，右手取14号细导尿管， 由右侧唇裂游开门齿，棕导管慢插入如插管顶利，动物不择扎，插入约15cm时。即表示插入周内。将药液注入 各种动物一次覆胃能耐受的最大容积小为0.5-1.0ml,大4.7mL,断鼠为4-7ml,家免为80-150ml,狗为200-500ml, 八】其它涂径检药 1,呼吸道给药异粉尘.气体及蒸气或霉等症状存在药物或声气，均需要通过动物呼吸道给药。如一股实验时给动物乙碰作吸入麻稚，给 动物吸一定量的氨气。二氧化碳等观察呼吸酒环等变化：给动物定蝴吸入一定量的$02，锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等：特别在 毒物学实验中应用更为广泛， .皮肤给药为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敬作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法，如家免和豚鼠常采 用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。 脊脑腔内给药此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。 家免椎管内注射方法：将家兔作自然俯卧式，尽量使其民向腹侧屈曲，用粗剪将第七腰椎周国背毛剪去，用3%可消毒，干后再用79%酒 精将确酒擦去。在兔背部酷骨脊连线之中点稍下方摸动第七惟间隙（第七椎与第一任骨惟之间） ,插入腰惟穿刺针头，当针到达惟管内时 (珠网膜下腔)，可见到免的后肢跳动，即证明穿刺针头已进入椎管。这时不要再向下刺，以免损伤脊髓。固定好针头，即可将药物注入。 ·小脑延髓池给药此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。而且常采用大动物如狗等，小动物很少采用。将狗麻醉后，使狗头尽量向胸 部屈曲，用左手摸到其第一颈椎上方的凹陷（枕骨大孔），固定位置，右手取7号纯针头（将针头尖端麻钝），由此凹陷的正中线上，顺平行 狗的方向，小心地刺入小脑延随池。当针头正确刺入小脑延随池时，注射者会感到针头再向前穿时无阻力，同时可以听到很轻的~咔嚎”一声， 即表示针头已穿过硬脑膜进入小脑征酶池，而且可抽出清亮的脑脊液，注射药物前，先抽出一些脑脊液，抽取量根据实验需要注入多少药液决 定，即注入多少抽取多少，以保持原来脑背髓腔里的压力（图11-19） 图1119狗小脑延猫池给药 5。脑内给药此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。小鼠脑内给药时，选套有塑 料管，针尖露出2mm深的5(12)针头，由鼠正中领部刺入脑内，注入药物或接种物。给豚鼠、免。狗等进行脑内注射时，须先用穿颅钢针穿透 倾骨，再用注射器针头刺入脑部，再徐徐注入被检物，注射速度一定要慢，避免引起颅内压急骤升高。 6.直肠内给药此种给药方法常用于动物麻醉。家免直肠内给药时，取灌肠用的胶皮管或用14号导尿管代替。在胶皮管或导尿管头上涂上 凡士林，由助手使免蹲卧于桌上，以左臂及左孩轻轻按住免头及前肢，以左手拉住免尾，露出肛门，并用右手轻握后肢，实验者将橡皮管插入 家免肛门内，浓度约7~9m,如为雕性动物，注意勿误插入阴道（肛门紧接民根）。檬皮管插好后，将注射器与橡皮管套紧，即可灌注药液。 7,关节腔内给药此种方法常用于关节炎的动物模型复制。免给药时，将免仰卧固定于免固定台上，剪去关节部被毛，用碘酒或洒精消 毒，然后用手从下方和两旁将关节固定，把皮肤稍移向一侧，在膑韧带附着点处上方约0.5厘米处进针。针头从上前方向下后方倾斜刺进，直至
固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎 时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。 一般当灌胃针插入小鼠3－4cm，大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml，大鼠1-4ml，豚鼠为1-5ml。 2．狗、兔、猫、猴 灌胃时，先将动物固定，再将特制的扩口器放入动物口中，扩口器之宽度可视动物口腔大小而定，如狗的扩口器可用 木料制成长方形，长约10-15cm，粗细应适合狗嘴，约2-3cm，中间粘一小孔，孔的直途为5-10cm。灌胃时将扩口器放于上述动物上下门牙之 后，并用绳将它固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经扩口器上的小圆孔插入，沿咽后壁而进入食道，此时应检查导管是否正 确插入食道，可将导管外口置于一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为此导管是在食道中，未误入气管，即可将药液灌入。 图11-18 狗灌胃方法 经我们大量实验，给狗、兔等动物灌胃时，可不用扩口器也能顺利将药液灌入胃内，狗灌胃时，用12号灌胃管，左手抓住狗嘴，右手中指 由右嘴角插入，摸到最后一对臼齿后的天然空隙，胃管由此空隙顺食管方向不断插入约20cm，可达胃内，将胃管另一端插入水中，如不出气 泡，表示确已进入胃，而没误入气管内，即可灌入。兔灌胃时，将兔固定在木制固定盒内左手虎口卡住并固定好兔嘴，右手取14号细导尿管， 由右侧唇裂避开门齿，将导管慢慢插入，如插管顺利，动物不挣扎，插入约15cm时，即表示插入胃内，将药液注入。 各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为0.5-1.0ml，大鼠4-7ml，豚鼠为4-7ml，家兔为80-150ml，狗为200-500ml。 （八）其它途径给药 1．呼吸道给药 呈粉尘、气体及蒸气或雾等症状存在药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉，给 动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察呼吸、循环等变化；给动物定期吸入一定量的SO2。锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等；特别在 毒物学实验中应用更为广泛。 2．皮肤给药 为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如家兔和豚鼠常采 用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。 3．脊髓腔内给药 此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。 家兔椎管内注射方法：将家兔作自然俯卧式，尽量使其尾向腹侧屈曲，用粗剪将第七腰椎周围背毛剪去，用3%碘酊消毒，干后再用79%酒 精将碘酒擦去。在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸动第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨椎之间），插入腰椎穿刺针头。当针到达椎管内时 （珠网膜下腔），可见到兔的后肢跳动，即证明穿刺针头已进入椎管。这时不要再向下刺，以兔损伤脊髓。固定好针头，即可将药物注入。 4．小脑延髓池给药 此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。而且常采用大动物如狗等，小动物很少采用。将狗麻醉后，使狗头尽量向胸 部屈曲，用左手摸到其第一颈椎上方的凹陷（枕骨大孔），固定位置，右手取7号钝针头（将针头尖端麻钝），由此凹陷的正中线上，顺平行 狗的方向，小心地刺入小脑延髓池。当针头正确刺入小脑延髓池时，注射者会感到针头再向前穿时无阻力，同时可以听到很轻的“咔嚓”一声， 即表示针头已穿过硬脑膜进入小脑延髓池，而且可抽出清亮的脑脊液，注射药物前，先抽出一些脑脊液，抽取量根据实验需要注入多少药液决 定，即注入多少抽取多少，以保持原来脑脊髓腔里的压力（图11-19）。 图11-19 狗小脑延髓池给药 5．脑内给药 此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。小鼠脑内给药时，选套有塑 料管、针尖露出2mm深的5(1/2)针头，由鼠正中额部刺入脑内，注入药物或接种物。给豚鼠、兔、狗等进行脑内注射时，须先用穿颅钢针穿透 颅骨，再用注射器针头刺入脑部，再徐徐注入被检物。注射速度一定要慢，避免引起颅内压急骤升高。 6．直肠内给药 此种给药方法常用于动物麻醉。家兔直肠内给药时，取灌肠用的胶皮管或用14号导尿管代替。在胶皮管或导尿管头上涂上 凡士林，由助手使兔蹲卧于桌上，以左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛门，并用右手轻握后肢，实验者将橡皮管插入 家兔肛门内，浓度约7～9cm，如为雌性动物，注意勿误插入阴道（肛门紧接尾根）。橡皮管插好后，将注射器与橡皮管套紧，即可灌注药液。 7．关节腔内给药 此种方法常用于关节炎的动物模型复制。兔给药时，将兔仰卧固定于兔固定台上，剪去关节部被毛，用碘酒或酒精消 毒，然后用手从下方和两旁将关节固定，把皮肤稍移向一侧，在膑韧带附着点处上方约0.5厘米处进针。针头从上前方向下后方倾斜刺进，直至
