10111910224曹晓丹10111910225倪苗周二上午 大豆萌发过程中真叶的生理变化 摘要:种子的萌发过程中会发生一系列的生命活动,各种酶开始活化,呼吸和代谢作用急剧 增强,蛋白质、糖类和可溶性物质的含量都会发生巨大的变化,子叶是发育前期的营养主要 消耗的部位,当种子发芽的时候,所有生命活动都要动员这部分储藏的能量,当子叶中能量 不足以提供生命活动时,真叶必须进行光合作用才能维持生命。这个时刻开始,子叶能量的 变化与真叶积累能量的能力也许会产生一个函数关系的变化,本实验通过测定子叶和第一片 可溶性糖的含量以及第一片真叶的可溶性糖、电导率、叶绿素含量和叶绿素荧光,经过对比 分析希望可以探究出可溶性糖的减少量和光合速率的增加量之间的数学关系,并且通过对第 一片真叶的可溶性糖、电导率、叶绿素含量和叶绿素荧光的测定,了解大豆萌发过程中真叶 的生理变化。 实验材料:270颗大豆 实验器材: 生理指标实验器材 用途 数量 分析天平 称量 用来定容 2个(50m,100ml各一个) 「水浴锅 水浴加热 试剂瓶 装试剂 量筒 量取液体 2个(100ml5ml) 可溶性还分光光度计 测光密度 糖含量 比色杯 测光密度 8个 ll支用于测定标准曲线,3支用 刻度试管 14个(20m的) 于可溶性糖的提取 在试管标签上做记号 吸水纸 吸水 适量 试管夹 夹试管 塑料薄膜 密封 适量 滤纸 吸水 适量 用电导仪测定浸提液电导 抽真空注射 抽真空,使叶子沉入水底 1个 4个50m的1个,100ml 电导率 烧杯 配制溶液 的1个,250ml的1个 l000ml的1个) 移液管 吸取液体试剂 3个(0.5ml,5ml10ml的各 剪刀 剪叶片 镊子 捏取叶片 个
10111910224 曹晓丹 10111910225 倪苗 周二上午 大豆萌发过程中真叶的生理变化 摘要：种子的萌发过程中会发生一系列的生命活动，各种酶开始活化，呼吸和代谢作用急剧 增强，蛋白质、糖类和可溶性物质的含量都会发生巨大的变化，子叶是发育前期的营养主要 消耗的部位，当种子发芽的时候，所有生命活动都要动员这部分储藏的能量，当子叶中能量 不足以提供生命活动时，真叶必须进行光合作用才能维持生命。这个时刻开始，子叶能量的 变化与真叶积累能量的能力也许会产生一个函数关系的变化，本实验通过测定子叶和第一片 可溶性糖的含量以及第一片真叶的可溶性糖、电导率、叶绿素含量和叶绿素荧光，经过对比 分析希望可以探究出可溶性糖的减少量和光合速率的增加量之间的数学关系,并且通过对第 一片真叶的可溶性糖、电导率、叶绿素含量和叶绿素荧光的测定，了解大豆萌发过程中真叶 的生理变化。 实验材料：270 颗大豆 实验器材： 生理指标 实验器材 用途 数量 可溶性还原 糖含量 分析天平 称量 1 个 容量瓶 用来定容 2 个（50ml,100ml 各一个） 水浴锅 水浴加热 1 个 试剂瓶 装试剂 5 个 量筒 量取液体 2 个（100ml\5ml） 分光光度计 测光密度 1 个 比色杯 测光密度 8 个 刻度试管 11 支用于测定标准曲线，3 支用 于可溶性糖的提取 14 个（20ml 的） 记号笔 在试管标签上做记号 1 支 吸水纸 吸水 适量 试管夹 夹试管 1 个 塑料薄膜 密封 适量 电导率 滤纸 吸水 适量 电导仪 用电导仪测定浸提液电导 1 个 抽真空注射 器 抽真空，使叶子沉入水底 1 个 烧杯 配制溶液 4 个 50ml 的 1 个，100ml 的 1 个，250ml 的 1 个， 1000ml 的 1 个） 移液管 吸取液体试剂 3 个（0.5ml，5ml,10ml 的各 一个） 剪刀 剪叶片 1 个 镊子 捏取叶片 1 个
试管架 放试管 1个 玻璃棒 搅拌 铁架台 固定 胶头滴管 加少量试剂 个个个 标记 适量 叶绿素含量手持叶绿素 测叶绿素含量 含量测定仪 叶绿素荧光/叶绿素荧光 测叶片的光化和效率 1个 测定仪 花盆 种植大豆 30个 种植大豆 瓷盘 种植大豆 1个 实验试剂: 名称 重量g 用途 苯酚 「配制10019%的苯酚溶液 「s8%浓硫酸 400ml 纯蔗糖 配制1%蔗糖标准液 石英砂 研磨 实验方法 1.材料的种植:水培法 可溶性糖含量测定:苯酚法 3电导率的测定:抽气法 4叶绿素含量的测定:叶绿素测定仪。 5叶绿素荧光测定:叶绿素荧光测定仪。 实验步骤 材料的处理与取材时间 种植方法: 1.选种 将经过太阳暴晒的大豆种子用75%的酒精中浸泡30-60秒,用蒸馏水反复洗涤。然后将 消毒处理后得到的大豆种子浸泡于温水中12小时,从中挑选颗粒饱满的种子进行萌发。 (备注:a.蒸馏水洗涤3-5次即可) 萌发 按照萌发容器(培养皿、瓷盘)大小把纱布裁剪三层,铺至萌发容器底部,用蒸馏水润 湿。置于光照培养架上,25℃,萌发48小时。保持水分(以用手指摁下有水渗出为最佳)。 3.制备萌发底床 往花盆中加入蛭石,从底盘中加入适量水,保证蛭石保持湿润,不黏手的情况。将已经 发芽的种子点播到花盆中,每盆9株,然后用保鲜膜覆盖,待大豆发芽后再用蛭石散播盖住 种子,然后移到阳光房,保持水分,待其生长 4.生长培养 每隔两天向培养装置中浇水,标准蛭石湿润为最佳:待大豆子叶完全干瘪、脱落后,开
实验试剂： 名称 重量/g 用途 苯酚 90 配制 100ml90%的苯酚溶液 98%浓硫酸 400ml 纯蔗糖 2 配制 1 ％蔗糖标准液 石英砂 15 研磨 实验方法： 1.材料的种植：水培法。 2.可溶性糖含量测定：苯酚法。 3.电导率的测定：抽气法。 4.叶绿素含量的测定：叶绿素测定仪。 5.叶绿素荧光测定：叶绿素荧光测定仪。 实验步骤： 一、 材料的处理与取材时间： 种植方法： 1．选种 将经过太阳暴晒的大豆种子用 75%的酒精中浸泡 30-60 秒，用蒸馏水反复洗涤。然后将 消毒处理后得到的大豆种子浸泡于温水中 12 小时，从中挑选颗粒饱满的种子进行萌发。 （备注：a.蒸馏水洗涤 3-5 次即可） 2. 萌发 按照萌发容器（培养皿、瓷盘）大小把纱布裁剪三层，铺至萌发容器底部，用蒸馏水润 湿。置于光照培养架上，25℃，萌发 48 小时。保持水分（以用手指摁下有水渗出为最佳）。 3. 制备萌发底床 往花盆中加入蛭石，从底盘中加入适量水，保证蛭石保持湿润，不黏手的情况。将已经 发芽的种子点播到花盆中，每盆 9 株，然后用保鲜膜覆盖，待大豆发芽后再用蛭石散播盖住 种子，然后移到阳光房，保持水分，待其生长。 4. 生长培养 每隔两天向培养装置中浇水，标准蛭石湿润为最佳；待大豆子叶完全干瘪、脱落后，开 试管架 放试管 1 个 玻璃棒 搅拌 1 个 铁架台 固定 1 个 胶头滴管 加少量试剂 2 个 标签 标记 适量 叶绿素含量 手持叶绿素 含量测定仪 测叶绿素含量 1 个 叶绿素荧光 叶绿素荧光 测定仪 测叶片的光化和效率 1 个 种植大豆 花盆 种植大豆 30 个 瓷盘 种植大豆 1 个
始浇灌培养液,方法与浇水相同,每隔两天浇一次,共三次。 5.种植数量统计 要求进行发芽率的统计,进行生长情况的数据记录。 取材时间 取材记录表 日期10.10.|11.11.11.111.1111.11.1.1.|1.11.11 262925912141618192123252729 (「((((((((((((|(( 周周周周周周周周周周周周|周|周周 二)六)三)六)二)四)六)一)三)五)日|二四六 取材数9 l81818|181818181818 备注测测测|测测测放测放|测放测测放测 量量量量量量冰量冰量冰量量冰量 箱 箱 二、可溶性糖含量:苯酚法 1.实验材料:大豆子叶以及第一片真叶, 2.试剂 (1).90%苯酚溶液:称取90g苯酚(AR),加蒸馏水溶解并定容至100mL,在室温下 可保存数月。 (2)9%苯酚溶液:取3mL90%苯酚溶液,加蒸馏水至30mL,现配现用。 (3)浓硫酸(比重184) (4)1%蔗糖标准液:将分析纯蔗糖在80℃下烘至恒重,精确称取1.000g,加少量水溶 解,移入100mL容量瓶中,加入0.5mL浓硫酸,用蒸馏水定容至刻度。 (5).100μg/L蔗糖标准液:精确吸取1%蔗糖标准液ⅠmL加入100mL容量瓶中,加蒸 馏水定容 3.仪器设备 分光光度计,水浴锅,20mL刻度试管,移液管lm、5m各一支,记号笔,吸水纸适量 4.实验步骤 (1)标准曲线的制作:取20mL刻度试管11支,从0~10分别编号,按表24-2加入 溶液和水,然后按顺序向试管内加入lmL9%苯酚溶液,摇匀,再从管液正面以5~20s时 间加入5mL浓硫酸,摇匀。比色液总体积为8mL,在室温下放置30min,显色。然后以 空白为参比,在485mm波长下比色测定,以糖含量为横坐标,光密度为纵坐标,绘制标准 曲线,求出标准直线方程
始浇灌培养液，方法与浇水相同，每隔两天浇一次，共三次。 5. 种植数量统计 要求进行发芽率的统计，进行生长情况的数据记录。 取材时间： 取材记录表 日期 10. 26 （ 周 六） 10. 29 （ 周 二） 11. 2 （ 周 六） 11. 5 （ 周 二） 11. 9 （ 周 六） 11. 12 （ 周 二） 11. 14 （ 周 四） 11. 16 （ 周 六） 11. 18 （ 周 一） 11. 19 （ 周 三） 11. 21 （ 周 五） 11. 23 （ 周 日 ） 11. 25 （ 周 二 ） 11. 27 （ 周 四 ） 11. 29 （ 周 六 ） 取材数 量（颗） 9 9 9 9 9 9 18 18 18 18 18 18 18 18 18 备注 测 量 测 量 测 量 测 量 测 量 测 量 放 冰 箱 测 量 放 冰 箱 测 量 放 冰 箱 测 量 测 量 放 冰 箱 测 量 二、 可溶性糖含量：苯酚法。 1. 实验材料：大豆子叶以及第一片真叶。 2. 试剂 （1）. 90 ％苯酚溶液：称取 90 g 苯酚（ AR ），加蒸馏水溶解并定容至 100 mL ，在室温下 可保存数月。 （2）9 ％苯酚溶液：取 3 mL 90 ％苯酚溶液，加蒸馏水至 30 mL ，现配现用。 （3）浓硫酸（比重 1.84 ）。 （4）1 ％蔗糖标准液：将分析纯蔗糖在 80 ℃下烘至恒重，精确称取 1.000 g ，加少量水溶 解，移入 100 mL 容量瓶中，加入 0.5 mL 浓硫酸，用蒸馏水定容至刻度。 （5）. 100 μg/L 蔗糖标准液：精确吸取 1 ％蔗糖标准液 l mL 加入 100 mL 容量瓶中，加蒸 馏水定容。 3. 仪器设备 分光光度计，水浴锅， 20 mL 刻度试管，移液管 1ml、5ml 各一支，记号笔，吸水纸适量。 4. 实验步骤 （1 ）标准曲线的制作 ：取 20 mL 刻度试管 11 支，从 0 ～ 10 分别编号，按表 24 – 2 加入 溶液和水，然后按顺序向试管内加入 1mL 9 ％苯酚溶液，摇匀，再从管液正面以 5 ～ 20 s 时 间加入 5 mL 浓硫酸，摇匀。比色液总体积为 8 mL ，在室温下放置 30 min ，显色。然后以 空白为参比，在 485 nm 波长下比色测定，以糖含量为横坐标，光密度为纵坐标，绘制标准 曲线，求出标准直线方程
表24-2苯酌法测可溶性糖绘制标准曲线的试剂里 、67 819 10 100L蔗标液(n 2 0.8 1.0 蒸馏水(n) 2.0 1.8 1.0 蔗糖量(卩g) 100 (2)可溶性糖的提取:取子叶,擦浄表面污物,剪碎混匀,称取0.1~0.3g,共3份,分 别放入3支刻度试管中,加入5~10mL蒸馏水,塑料薄膜封口,于沸水中提取30min(提 取2次),提取液过滤入20ml刻度试管中,反复冲洗试管及残渣,定容至刻度 (3)测定:吸取05mL样品液于试管中(重复2次),加蒸馏水1.5mL,同制作标准曲线 的步骤,按顺序分别加入苯酚、浓硫酸溶液,显色并测定光密度。由标准线性方程求出糖的 量,计算测试样品中糖含量 5.结果计算 可溶性糖含量(%)=从标准曲线查得糖的量(μg)×提取液体积(m)×稀释倍数/测 定用样品液的体积(ml)×样品重量(g)×106]×100 式中:C——标准方程求得糖量,μg。VT—一提取液体积,mL。Vl——吸取样品液 体积,mL。W——组织重量,g 表 标准曲线OD值记录表 试管号0 2 5 6 7 10 OD值 表二 样品OD值记录表 组别 测量时间|第一次第二次第三次第四次第五次第六次第七次第八次 2 平均值 可溶性糖含量计算结果记录表 测量时间第一次第二次第三次|第四次|第五次|第六次|第七次|第八次 可溶性糖含量
（2）可溶性糖的提取： 取子叶，擦净表面污物，剪碎混匀，称取 0.1 ～ 0.3 g, 共 3 份，分 别放入 3 支刻度试管中，加入 5 ～ 10 mL 蒸馏水，塑料薄膜封口，于沸水中提取 30 min（提 取 2 次），提取液过滤入 20ml 刻度试管中，反复冲洗试管及残渣，定容至刻度。 （3）测定 ：吸取 0.5 mL 样品液于试管中（重复 2 次），加蒸馏水 1.5 mL ，同制作标准曲线 的步骤，按顺序分别加入苯酚、浓硫酸溶液，显色并测定光密度。由标准线性方程求出糖的 量，计算测试样品中糖含量。 5. 结果计算 可溶性糖含量（％）＝从标准曲线查得糖的量（μg）×提取液体积（ml）×稀释倍数/[测 定用样品液的体积(ml)×样品重量(g)×106]×100 式中： C ——标准方程求得糖量， μg 。V T ——提取液体积，mL 。 V 1 ——吸取样品液 体积， mL 。 W ——组织重量， g 。 表一： 标准曲线 OD 值记录表 试管号 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 OD 值 表二： 样品 OD 值记录表 组别 测量时间 第一次 第二次 第三次 第四次 第五次 第六次 第七次 第八次 1 2 3 平均值 表三： 可溶性糖含量计算结果记录表 测量时间 第一次 第二次 第三次 第四次 第五次 第六次 第七次 第八次 可溶性糖含量
三、电导率:抽气法。 1.实验材料:大豆第一片真叶 2.仪器与设备:电导仪、抽真空注射器、烧杯、胶头滴管、刻度试管、剪刀、镊子、试管 架、滤纸、玻璃棒、记号笔、标签、铁架台、分析天平 3.实验步骤: (1)取3组(每组6片)真叶称鲜重,用自来水冲洗后再用蒸馏水冲洗干净,用滤纸吸净表 面水分 (2)浸泡于5m去离子水中,抽真空至叶片下沉,室温30min,用去离子水做对照,测量 电导率,读数的单位是mS/cm,然后换算为每鲜重质量单位的电导率进行比较 (3)结果记录 表四: 样品浸提液电导记录表 鬯电导第一次第二次第三次第四次第五次第六次第七次|第八次 刂量时间 电导率 表五 每鲜重质量单位的电导率 组别第一次第二次第三次第四次第五次第六次第七次第八次 测量时间 平均值 四、第一对真叶叶绿素含量的测定 1实验材料和仪器 (1)实验材料:大豆的第一对真叶 (2)实验器材:叶绿素含量测定仪 2.操作步骤 把叶绿素含量测定仪开机,调零,然后测量时只需要将叶片插入并合上测量探头即可, 无需将叶片剪下,显示屏上就会出现叶绿素相对含量的数值。 3结果记录 表六: 叶绿素含量记录表 组别 第一次第二次第三次|第四次第五次第六次|第七次 测量时间
三、 电导率：抽气法。 1. 实验材料：大豆第一片真叶。 2. 仪器与设备： 电导仪、抽真空注射器、烧杯、胶头滴管、刻度试管、剪刀、镊子、试管 架、滤纸、玻璃棒、记号笔、标签、铁架台、分析天平。 3. 实验步骤： （1）取 3 组（每组 6 片）真叶称鲜重，用自来水冲洗后再用蒸馏水冲洗干净,用滤纸吸净表 面水分. （2）浸泡于 5ml 去离子水中，抽真空至叶片下沉，室温 30min，用去离子水做对照，测量 电导率，读数的单位是 mS/cm，然后换算为每鲜重质量单位的电导率进行比较。 （3）结果记录 表四： 样品浸提液电导记录表 电导 测量时间 第一次 第二次 第三次 第四次 第五次 第六次 第七次 第八次 电导率 表五： 每鲜重质量单位的电导率 组别 测量时间 第一次 第二次 第三次 第四次 第五次 第六次 第七次 第八次 1 2 3 平均值 四、第一对真叶叶绿素含量的测定 1.实验材料和仪器 （1）实验材料：大豆的第一对真叶 （2）实验器材：叶绿素含量测定仪 2. 操作步骤 把叶绿素含量测定仪开机，调零，然后测量时只需要将叶片插入并合上测量探头即可， 无需将叶片剪下，显示屏上就会出现叶绿素相对含量的数值。 3.结果记录 表六： 叶绿素含量记录表 组别 测量时间 第一次 第二次 第三次 第四次 第五次 第六次 第七次 1
平均值 五、第一对真叶叶绿素荧光的测定 1.实验材料和仪器 (1)实验材料:大豆的第一对真叶 (2)实验器材:叶绿素荧光测定仪 2.操作步骤: (1).先将要测的叶片预暗处理一段时间,最好是经过一个黑暗的夜晚 (2).给一个经过充分暗适应的叶片照射检测光经过一小段时间(1~2min)荧光水平稳定后 得到荧光参数Fo。接着给一个饱和脉冲光,一个脉冲后关闭,得到荧光参数Fm,于是得到荧光 参数FvFm(Fv=Fm-FOo),即潜在的PS的光化学效率 3.记录表格 表七 样品荧光参数测量表 第一次第二次第三次第四次第五次|第六次第七次 平行组 Fm Fv(Fv=Fm-F 表八: 光合作用效率记录表 组别 第一次第二次第三次|第四次第五次第六次第七次 测定时间 平均值
2 3 平均值 五、第一对真叶叶绿素荧光的测定 1.实验材料和仪器 （1）.实验材料：大豆的第一对真叶 (2) 实验器材：叶绿素荧光测定仪 2．操作步骤： （1）.先将要测的叶片预暗处理一段时间，最好是经过一个黑暗的夜晚。 （2）.给一个经过充分暗适应的叶片照射检测光,经过一小段时间(1~2min)荧光水平稳定后 得到荧光参数Fo。接着,给一个饱和脉冲光,一个脉冲后关闭,得到荧光参数Fm,于是得到荧光 参数Fv/Fm(Fv=Fm-Fo),即潜在的PS II的光化学效率。 3. 记录表格 表七： 样品荧光参数测量表 表八： 光合作用效率记录表 组别 测定时间 第一次 第二次 第三次 第四次 第五次 第六次 第七次 1 2 3 平均值 第一次 第二次 第三次 第四次 第五次 第六次 第七次 平行组 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3 Fo Fm Fv(Fv=Fm-F o)
实验进度安排 0.13-10.20 撰写确定实验方案 10.21-10.27 种植大豆、配制实验试剂、测定子叶生理指标一次 1028-11.3 测定子叶可溶性糖、电导率两次 l14-1l.10 测定子叶可溶性糖、电导率两次 l1.11-11.17 1.测定子叶可溶性糖、电导率一次 2.测定第一片真叶叶绿素含量、叶绿素荧光、可溶性糖含量、电导 次 l1.18-11.24 测定第一片真叶叶绿素含量、叶绿素荧光、可溶性糖含量、电导率 四次 1125-12.1 测定第一片真叶叶绿素含量、叶绿素荧光、可溶性糖含量、电导率 次 12.2-12-8 分析实验数据、撰写实验报告
实验进度安排： 时间 任务 10.13-10.20 撰写确定实验方案 10.21-10.27 种植大豆、配制实验试剂、测定子叶生理指标一次 10.28-11.3 测定子叶可溶性糖、电导率两次 11.4-11.10 测定子叶可溶性糖、电导率两次 11.11-11.17 1. 测定子叶可溶性糖、电导率一次 2. 测定第一片真叶叶绿素含量、叶绿素荧光、可溶性糖含量、电导 率一次 11.18-11.24 测定第一片真叶叶绿素含量、叶绿素荧光、可溶性糖含量、电导率 四次 11.25-12.1 测定第一片真叶叶绿素含量、叶绿素荧光、可溶性糖含量、电导率 三次 12.2-12-8 分析实验数据、撰写实验报告