实验一实验动物给药途径和方法 一、动物的编号、捉套和固定。 1、动物的编号犬、兔等动物可用特制的号码牌固定于耳。白色家兔和小动物可用35% 的黄色苦味酸溶液涂于毛上标号。如编号110号时，将小白鼠背部分前肢、腰部、后 肢的左、中、右部共九个区域，从右到左1-9号，第10号不涂黄色（图1-1）如加上其它颜色 的染料还可进行1-100号和1-1000号等更多编号。 图1-1小白鼠背部编号 图1-2小白鼠双手捉持法 (引自：医学技能学实验教程.白波2004) (引自：医学技能学实验教程.白波2004) 2、动物的捉拿和固定 ①小鼠：右手抓住其尾，放在实验台上或鼠笼铁纱网上，在其向前爬时，左手拇指及食 指沿其背抓住两耳及头颈部皮肤，并以左手的小指和掌部夹住鼠尾固定。另 抓法是只用手 用食指和拇指抓住鼠尾后再用小指和掌部夹住鼠尾，以拇指及食指捏住其颈部皮肤。前一种 方法易学，后一种方法便于快速捉拿。（见图1-2,1-3） 图13小白鼠双手捉持法 (引自：医学技能学实验教程白波2004) ②大鼠：以右手或持夹子夹住尾巴，左手戴上防护手套固定头部防止被咬，应避免用力 过大造成大鼠室总死亡。根据实验需要麻醉或固定大鼠于鼠笼内或用绳绑其四肢固定于大鼠 手术板上。 ③豚鼠：以右手抓住豚鼠头颈部，将其两前肢在豚鼠头与右手拇指与食指之间，轻轻扣 住颈胸部，右手抓住两后肢（对体重较大的豚鼠则可托起其臀部），使腹部向上 ④兔：用手抓起兔脊背近后颈部皮肤，手抓面积应尽量大些。以另一手托起兔的臀部， 将兔仰卧固定时，一手抓住颈部皮肤，另一只手顺着腹部抚摸至膝关节处压住关节。另一人 将绳子用活结捆绑免的四肢，使兔腹部向上固定在兔手术台上。头部则用兔头固定夹固定， 也可用棉线将兔的门牙固定于兔手术台上的柱子上，后者更常用（图14）
实验一 实验动物给药途径和方法 一、动物的编号、捉拿和固定。 1、动物的编号 犬、兔等动物可用特制的号码牌固定于耳。白色家兔和小动物可用 3-5% 的黄色苦味酸溶液涂于毛上标号。如编号 1-10 号时，将小白鼠背部分前肢、腰部、后 肢的左、中、右部共九个区域，从右到左 1-9 号，第 10 号不涂黄色(图 1-1)如加上其它颜色 的染料还可进行 1-100 号和 1-1000 号等更多编号。 图 1-1 小白鼠背部编号 图 1-2 小白鼠双手捉持法 （引自：医学技能学实验教程. 白波. 2004） （引自：医学技能学实验教程. 白波. 2004） 2、动物的捉拿和固定 ①小鼠：右手抓住其尾，放在实验台上或鼠笼铁纱网上，在其向前爬时，左手拇指及食 指沿其背抓住两耳及头颈部皮肤，并以左手的小指和掌部夹住鼠尾固定。另一抓法是只用手， 用食指和拇指抓住鼠尾后再用小指和掌部夹住鼠尾，以拇指及食指捏住其颈部皮肤。前一种 方法易学，后一种方法便于快速捉拿。（见图 1-2，1-3） 图 1-3 小白鼠双手捉持法 （引自：医学技能学实验教程. 白波. 2004） ②大鼠：以右手或持夹子夹住尾巴，左手戴上防护手套固定头部防止被咬，应避免用力 过大造成大鼠窒息死亡。根据实验需要麻醉或固定大鼠于鼠笼内或用绳绑其四肢固定于大鼠 手术板上。 ③豚鼠：以右手抓住豚鼠头颈部，将其两前肢在豚鼠头与右手拇指与食指之间，轻轻扣 住颈胸部，右手抓住两后肢(对体重较大的豚鼠则可托起其臀部)，使腹部向上。 ④兔：用手抓起兔脊背近后颈部皮肤，手抓面积应尽量大些。以另一手托起兔的臀部。 将兔仰卧固定时，一手抓住颈部皮肤，另一只手顺着腹部抚摸至膝关节处压住关节。另一人 将绳子用活结捆绑兔的四肢，使兔腹部向上固定在兔手术台上。头部则用兔头固定夹固定， 也可用棉线将兔的门牙固定于兔手术台上的柱子上，后者更常用(图 1-4)
图14家兔捉持法 (引自：医学技能学实验教程.白波2004) 二、实验动物的去毛 动物去毛是手术野的皮肤准备之一。原则是去毛范围应大于手术野，不破坏皮肤的完整 性。具体方法有： 1、剪毛法常用于兔犬去毛。操作时用剪刀紧贴皮肤依次剪毛，切忌提起皮肤，否则将剪 破皮肤。剪下的毛应放入盛有少量水的杯中，并可用湿纱布擦去已剪断的毛。 2、拨毛法：一般用于兔和犬的静脉输液部位。拨毛除使视野清晰外，还能刺激局部血管扩 3、单制手法，讲行动物的梅性实验时用。 4、脱毛法：用于动物的无菌手术，一般先将手术野的毛剪短，用脱毛液在局部涂一层注意 手不要直接接触脱毛液)，待2-3mi后用清水洗去脱落的毛，再用纱布擦干后涂一层凡士林。 在此介绍两种脱毛液配方。配方1：硫化钠3，肥皂粉1，淀粉7，加水调成糊状。配方2： 8%的硫化钠水溶液。 三、实验动物的药方法 在动物实验中 为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动 物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情 况确定。 (一)皮下注射 注射时以左手拇指和合指提起皮肤，将连有5(12)号针头的注射器划入皮下。皮下注 射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部：大白鼠可在侧下腹部。免 在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 (二)皮内注射 皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧， 在两指之间，用结核菌素注射器连4(12)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起 并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。 (三)肌肉注射 肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌 肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手 抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5(12)针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将 药液注入 (四)腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右） 下腹部刺入皮下，使针头向前推0.51.0cm,再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入 药液（图1-5），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为
图 1-4 家兔捉持法 （引自：医学技能学实验教程. 白波. 2004） 二、实验动物的去毛 动物去毛是手术野的皮肤准备之一。原则是去毛范围应大于手术野，不破坏皮肤的完整 性。具体方法有： 1、剪毛法 常用于兔犬去毛。操作时用剪刀紧贴皮肤依次剪毛，切忌提起皮肤，否则将剪 破皮肤。剪下的毛应放入盛有少量水的杯中，并可用湿纱布擦去已剪断的毛。 2、拨毛法：一般用于兔和犬的静脉输液部位。拨毛除使视野清晰外，还能刺激局部血管扩 张。 3、剃毛法：进行动物的慢性实验时用。 4、脱毛法：用于动物的无菌手术，一般先将手术野的毛剪短，用脱毛液在局部涂一层(注意 手不要直接接触脱毛液)，待 2-3min 后用清水洗去脱落的毛，再用纱布擦干后涂一层凡士林。 在此介绍两种脱毛液配方。配方 1：硫化钠 3，肥皂粉 1，淀粉 7，加水调成糊状。配方 2： 8%的硫化钠水溶液。 三、实验动物的药方法 在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动 物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情 况确定。 （一）皮下注射 注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有 5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注 射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔 在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。 （二）皮内注射 皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧， 在两指之间，用结核菌素注射器连 4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起 并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。 （三）肌肉注射 肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌 肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手 抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有 5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将 药液注入。 （四）腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右） 下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5-1.0cm，再以 45 度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入 药液（图 1-5），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为
家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开lcm处。 图15小白鼠腹腔注射方法 图1-6家兔耳缘静脉注射方法 (五)静脉注射 1、兔：兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定 故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使 静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面 右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指 和中指，将药液注入（图1-6），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。 2、小白鼠和大白鼠： 一般采用星静注射。鼠民静脉右二相左右两侧及背侧一根 左右两侧尾静脉比较容易周定，多采用， 背侧一根也可采用，但位置容易 定。操作时先将 动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45-50C的温水浸润半分钟或用酒精 擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用 中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连412)号细针头， 使针头与静脉平行（小30℃），从尾下四分之一处（约距昆尖2.3m)处讲针，此外皮 易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后托 尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注 射（图1-7）。 e-.-85n- 3m2 英 图1-7小鼠尾静脉注射方法 3、狗.狗静脉注射多洗前肢内侧皮下美静脉（图1-8）或后肢小隐静脉（图19）注 射。注射前由助手将动物侧卧，剪去注 部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉远 端，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手）， 缓缓注入药
家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开 1cm 处。 图 1-5 小白鼠腹腔注射方法 图 1-6 家兔耳缘静脉注射方法 （五）静脉注射 1、兔：兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定， 故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使 静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面， 右手持注射器连 6 号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指 和中指，将药液注入（图 1-6），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。 2、小白鼠和大白鼠：一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根， 左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用，但位置容易固定。操作时先将 动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用 45-50℃的温水浸润半分钟或用酒精 擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用 中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连 4(1/2)号细针头， 使针头与静脉平行（小于 30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖 2-3cm）处进针，此处皮薄 易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把 尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注 射（图 1-7）。 图 1-7 小鼠尾静脉注射方法 3、狗：狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉（图 1-8）或后肢小隐静脉（图 1-9）注 射。注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近 端，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手）， 缓缓注入药
图8狗曾防头静脉注时 图19狗后肢小隐静脉注射 4、蛙（或蟾蜍）：将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后，仰卧固定于蛙板上，沿腹中线稍左剪开腹 肌，可见到腹静脉贴腹壁肌肉下行，将注射针头沿血管平行方向刺入即可（图11O。 (六)淋巴囊注射 蛙类常采用此法，因其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头背淋巴 囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经 大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。有时也可采用胸淋 巴囊给药，方法是将针头刺入口腔，使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注入药液】 一次是大注舟 量为1毫升。蛙全身分布为咽、胸、背、腹侧、腹、大腿和脚等七个淋巴囊（图11）。 0 图1-10蛙腹壁静静注射 几种常用的动物不同给药途径的注射量可参考表1~1。 表1-1几种动物不同给药途径的常用注射量(ml) 注射途径 小鼠 大鼠 豚鼠 兔 腹腔 0.2-1.0 1-3 2-5 5-10 5-15 肌 肉 0.1-0.2 0.2-0.5 0.2-0.5 0.5-1.0 2-5 静 0.2-0.5 1-2 1-5 3-10 5-15 0.1-0.5 0.5-1.0 0.5-2 1.0-3.0 3-10
图 1-8 狗前肢头静脉注射 图 1-9 狗后肢小隐静脉注射 4、蛙（或蟾蜍）：将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后，仰卧固定于蛙板上，沿腹中线稍左剪开腹 肌，可见到腹静脉贴着腹壁肌肉下行，将注射针头沿血管平行方向刺入即可（图 1-10）。 （六）淋巴囊注射 蛙类常采用此法，因其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头背淋巴 囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经 大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。有时也可采用胸淋 巴囊给药。方法是将针头刺入口腔，使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注入药液，一次最大注射 量为 1 毫升。蛙全身分布为咽、胸、背、腹侧、腹、大腿和脚等七个淋巴囊（图 1-11）。 图 1-10 蛙腹壁静静注射 几种常用的动物不同给药途径的注射量可参考表 1-1。 表 1-1 几种动物不同给药途径的常用注射量（ml） 注射途径 小鼠 大鼠 豚鼠 兔 狗 腹 腔 0.2-1.0 1-3 2-5 5-10 5-15 肌 肉 0.1-0.2 0.2-0.5 0.2-0.5 0.5-1.0 2-5 静 脉 0.2-0.5 1-2 1-5 3-10 5-15 皮 下 0.1-0.5 0.5-1.0 0.5-2 1.0-3.0 3-10
港巴 侧淋巴 大腿淋巴震 脚淋巴囊 脚淋巴瘦 蛙全身淋巴囊分布 (七)经口给药 在急性试验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、大白鼠、家兔等 动物 1、小鼠、大鼠（或豚鼠）用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨剂，用焊锡在 针尖周围焊一圆头，注意勿堵塞针孔，即成灌胃针：亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特 制的塑料毛细秋，作为导管。灌胃时将针按在注射器上，吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部 专肤将动物固定，右毛持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿后壁徐徐插入食消。动物耐 固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔 出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。 一般当灌胃针插入小鼠34cm,大鼠或豚鼠46cm后可将药物注入。常用的灌胃量小 鼠为0.2-1mL,大鼠1-4mL,豚鼠为1-5mL。 2、狗、兔、猎、猴灌胃时，先将动物周定，再将特制的扩口器放入动物口中，扩口翠 之宽度可视动物口腔大小而定，如狗的扩口器可用木料制成长方形，长约1015 1粗细 应适合嘴，约2一3m中间粘一小孔。孔的直途为510m。灌胃时将扩口器放于上述动 物上下门牙之后，并用绳将它固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经扩口器 上的小圆孔插入，沿咽后壁而进入食道，此时应检查导管是否正确插入食道，可将导管外口 置于一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为此导管是在食道中，未误入气管，即可将药液 灌入（图1-12）
图 1-11 蛙全身淋巴囊分布 （七）经口给药 在急性试验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、大白鼠、家兔等 动物。 1、小鼠、大鼠（或豚鼠）用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨剂，用焊锡在 针尖周围焊一圆头，注意勿堵塞针孔，即成灌胃针；亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特 制的塑料毛细秋，作为导管。灌胃时将针按在注射器上，吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部 皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应 固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔 出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。 一般当灌胃针插入小鼠 3-4 cm，大鼠或豚鼠 4-6 cm 后可将药物注入。常用的灌胃量小 鼠为 0.2-1 mL，大鼠 1-4 mL，豚鼠为 1-5 mL。 2、狗、兔、猫、猴 灌胃时，先将动物固定，再将特制的扩口器放入动物口中，扩口器 之宽度可视动物口腔大小而定，如狗的扩口器可用木料制成长方形，长约 10-15 cm，粗细 应适合狗嘴，约 2-3 cm，中间粘一小孔，孔的直途为 5-10 cm。灌胃时将扩口器放于上述动 物上下门牙之后，并用绳将它固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经扩口器 上的小圆孔插入，沿咽后壁而进入食道，此时应检查导管是否正确插入食道，可将导管外口 置于一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为此导管是在食道中，未误入气管，即可将药液 灌入（图 1-12）
图1.2狗灌晋方法 图113狗小脑征醋池给药 经大量实验，给狗、兔等动物灌胃时，可不用扩口器也能顺利将药液灌入胃内，狗灌胃 时，用12号灌肖管，左手抓住狗嘴，右手中指由右嘴角插入，摸到最后一对白齿后的天然 空隙，胃管由此空隙顺食管方向不断插入约20cm,可达胃内，将胃管另一端插入水中，如 不出气泡，表示确已进入胃，而没误入气管内，即可灌入。兔灌胃时，将免兔固定在木制固定 盒内左手虎口卡住并固定好兔腊，右手取14号细导尿管，由右侧民婴避开门齿，将导管悔 慢插入，如插管顺利，动物不挣扎，插入约15m时，即表示插入胃内，将药液注入 各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为0.5-1.0mL,大鼠4-7mL,豚鼠为47mL 家兔为80-150mL,狗为200-500mL。 (八)其它途径给药 1、呼吸道给药呈粉尘、气体及蒸气或雾等症状存在药物或毒气，均需要通过动物明 吸道给药。如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉，给动物吸一定量的氨气、 二氧化碳等观密 呼吸、循环等变化：给动物定期吸入 定量的S02。锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型 等：特别在毒物学实验中应用更为广泛。 2、皮肤给药为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作 用等，均需采用经皮肤给药方法。如家兔和豚飘常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定 药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。 3、脊髓腔内给药此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液 家兔椎管内注射方法：将家兔作自然俯卧式，尽量使其尾向腹侧屈曲，用粗剪将第七腰 椎周围背毛剪去，用3%碘酊消毒，干后再用79%酒精将碘酒擦去。在免背部髌骨脊连线之 中点稍下方摸动第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨椎之间），插入腰椎穿刺针头。当针到 达椎管内时（珠网膜下腔），可见到兔的后肢跳动，即证明穿刺针头己进入椎管。这时不要 再向下刺，以兔损伤脊髓。固定好针头，即可将药物注入。 4、小脑延随池给药此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。而且常采用大动物如狗 等，小动物很少采用。将狗麻醉后，使狗头尽量向胸部屈曲，用左手摸到其第一颈椎上方的 凹陷（枕骨大孔），固定位置，右手取7号纯针头（将针头尖端麻纯），由此凹陷的正中线上， 顺平行狗的方向，小心地刺入小脑延髓池。当针头正确刺入小脑延髓池时，注射者会感到针 头再向前穿时无阻力，同时可以听到很轻的“咔察”一声，即表示针头己穿过硬脑膜进入小 脑延髓池，而且可抽出清亮的脑脊液，注射药物成 ,先抽出 些脑脊液，抽取量根据实验需 要注入多少药液决定，即注入多少抽取多少，以保持原来脑脊随腔里的压力（图113）。 5、脑内给药此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后 观察接种后的各种变化。小鼠脑内给药时，选套有塑料管、针尖露出2mm深的512)针头
图 1-12 狗灌胃方法 图 1-13 狗小脑延髓池给药 经大量实验，给狗、兔等动物灌胃时，可不用扩口器也能顺利将药液灌入胃内，狗灌胃 时，用 12 号灌胃管，左手抓住狗嘴，右手中指由右嘴角插入，摸到最后一对臼齿后的天然 空隙，胃管由此空隙顺食管方向不断插入约 20 cm，可达胃内，将胃管另一端插入水中，如 不出气泡，表示确已进入胃，而没误入气管内，即可灌入。兔灌胃时，将兔固定在木制固定 盒内左手虎口卡住并固定好兔嘴，右手取 14 号细导尿管，由右侧唇裂避开门齿，将导管慢 慢插入，如插管顺利，动物不挣扎，插入约 15cm 时，即表示插入胃内，将药液注入。 各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为 0.5-1.0 mL，大鼠 4-7 mL，豚鼠为 4-7 mL， 家兔为 80-150 mL，狗为 200-500 mL。 （八）其它途径给药 1、呼吸道给药 呈粉尘、气体及蒸气或雾等症状存在药物或毒气，均需要通过动物呼 吸道给药。如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉，给动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察 呼吸、循环等变化；给动物定期吸入一定量的 SO2。锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型 等；特别在毒物学实验中应用更为广泛。 2、皮肤给药 为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作 用等，均需采用经皮肤给药方法。如家兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定 药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。 3、脊髓腔内给药 此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。 家兔椎管内注射方法：将家兔作自然俯卧式，尽量使其尾向腹侧屈曲，用粗剪将第七腰 椎周围背毛剪去，用 3%碘酊消毒，干后再用 79%酒精将碘酒擦去。在兔背部髌骨脊连线之 中点稍下方摸动第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨椎之间），插入腰椎穿刺针头。当针到 达椎管内时（珠网膜下腔），可见到兔的后肢跳动，即证明穿刺针头已进入椎管。这时不要 再向下刺，以兔损伤脊髓。固定好针头，即可将药物注入。 4、小脑延髓池给药 此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。而且常采用大动物如狗 等，小动物很少采用。将狗麻醉后，使狗头尽量向胸部屈曲，用左手摸到其第一颈椎上方的 凹陷（枕骨大孔），固定位置，右手取 7 号钝针头（将针头尖端麻钝），由此凹陷的正中线上， 顺平行狗的方向，小心地刺入小脑延髓池。当针头正确刺入小脑延髓池时，注射者会感到针 头再向前穿时无阻力，同时可以听到很轻的“咔嚓”一声，即表示针头已穿过硬脑膜进入小 脑延髓池，而且可抽出清亮的脑脊液，注射药物前，先抽出一些脑脊液，抽取量根据实验需 要注入多少药液决定，即注入多少抽取多少，以保持原来脑脊髓腔里的压力（图 1-13）。 5、脑内给药 此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后 观察接种后的各种变化。小鼠脑内给药时，选套有塑料管、针尖露出 2mm 深的 5(1/2)针头
由鼠正中额部刺入脑内，注入药物或接种物。给豚鼠、免、狗等进行脑内注射时，须先用穿 颅钢针穿透颅骨，再用注射器针头刺入脑部，再徐徐注入被检物。注射速度一定要慢，避免 引起颅内压急骤升 6、直肠内给药此种给药方法常用于动物麻醉。家兔直肠内给药时，取灌肠用的胶皮 管或用14号导尿管代替。在胶皮管或导尿管头上涂上凡士林，由助手使兔蹲卧于桌上，以 左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛门，并用右手轻握后肢，实验者 将橡皮管插入家兔肛门内，浓度约-9cm,如为雌性动物，注意勿误插入阴道（肛门紧接 尾根)。橡皮管插好后，将注射器与橡皮管套紧，即可灌注药 7、关节腔内给药此种方法常用于关节炎的动物模型复制。兔给药时，将兔仰卧固定 于兔固定台上，剪去关节部被毛，用碘酒或酒精消毒，然后用手从下方和两旁将关节固定， 把皮肤稍移向一侧，在胶韧带附者点处上方约0.5厘米处进针。针头从上前方向下后方倾斜 刺进，直至针头遇阻力变小，然后针头稍后退，以垂直方向推到关节腔中。针头进入关节腔 时，通常可有好象刺破薄膜的感觉，表示针头已进入膝关节腔内，即可注入药液
由鼠正中额部刺入脑内，注入药物或接种物。给豚鼠、兔、狗等进行脑内注射时，须先用穿 颅钢针穿透颅骨，再用注射器针头刺入脑部，再徐徐注入被检物。注射速度一定要慢，避免 引起颅内压急骤升高。 6、直肠内给药 此种给药方法常用于动物麻醉。家兔直肠内给药时，取灌肠用的胶皮 管或用 14 号导尿管代替。在胶皮管或导尿管头上涂上凡士林，由助手使兔蹲卧于桌上，以 左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛门，并用右手轻握后肢，实验者 将橡皮管插入家兔肛门内，浓度约 7-9 cm，如为雌性动物，注意勿误插入阴道（肛门紧接 尾根）。橡皮管插好后，将注射器与橡皮管套紧，即可灌注药液。 7、关节腔内给药 此种方法常用于关节炎的动物模型复制。兔给药时，将兔仰卧固定 于兔固定台上，剪去关节部被毛，用碘酒或酒精消毒，然后用手从下方和两旁将关节固定， 把皮肤稍移向一侧，在膑韧带附着点处上方约 0.5 厘米处进针。针头从上前方向下后方倾斜 刺进，直至针头遇阻力变小，然后针头稍后退，以垂直方向推到关节腔中。针头进入关节腔 时，通常可有好象刺破薄膜的感觉，表示针头已进入膝关节腔内，即可注入药液
实验二给药剂量对药物作用的影响 给药剂量对药物作用的影响采用戊巴比妥钠实验法 【目的和原理】 观察药物不同剂量对药物作用的影响。药物剂量的大小决定血药浓度的高低，血药浓度 又决定药理效应，因此药物剂量决定药理用强弱 【实验材料】 物 2、药品：02 鼠3只 4%、0.8%的戊巴比妥钠溶液。 3、器材：鼠笼、大烧杯、普通天平、 1mL注射器 【实验步骤】 1、取小鼠3只，标记，称其体重，观察小鼠正常时的活动情况。 2、给各鼠分别腹腔注射0.2%、0.4%、0.8%的戊巴比妥钠溶液0.1mV10g。剂量分 别为0.2mg10g、0.4mg10g、0.8mg10g 3、给药后继续观察，比较各个小鼠的活动变化，翻正反射消失与恢复的时间，以 三只小白鼠出现的反应，分析不同给药剂量对药物效应的影响 小鼠 戊巴 药物 (mg10g体重)蝽缩少动闭目静卧翻正反射消失呼吸停止 1 2号 【注意事项】 1、翻正反射：正常动物可以保持站立姿势，如将其推倒或呈背位仰卧，动物立即翻正过来， 这种反射称为翻正反射。中枢神经受到严重抑制，翻正反射消失。 的中枢物制所表现 闭目静卧、翻正反射消失和呼吸停止，分别代表药物 巴考题】药物的剂量和作用的关系对临床用药有何重要意文？
实验二 给药剂量对药物作用的影响 给药剂量对药物作用的影响采用戊巴比妥钠实验法 【目的和原理】 观察药物不同剂量对药物作用的影响。药物剂量的大小决定血药浓度的高低，血药浓度 又决定药理效应，因此药物剂量决定药理用强弱 【实验材料】 1、动物：小鼠 3 只。 2、药品：0.2%、0.4%、0.8%的戊巴比妥钠溶液。 3、器材:鼠笼、大烧杯、普通天平、1 mL 注射器。 【实验步骤】 1、 取小鼠 3 只， 标记 ， 称 其 体 重， 观 察 小 鼠正 常 时 的 活动 情 况 。 2、 给各鼠分别腹腔注射 0.2%、0.4%、0.8%的戊巴比妥钠溶液 0.1 ml/10g。剂量分 别为 0.2 mg/10g、0.4 mg/10g、0.8 mg/10g。 3、 给药后继续观察，比较各个小鼠的活动变化，翻正反射消失与恢复的时间，以 及呼吸的变化。 【结果记录】 记录并比较三只小白鼠出现的反应，分析不同给药剂量对药物效应的影响 小鼠 戊巴比妥钠剂量 （mg /10g 体重） 药物反应 蜷缩少动 闭目静卧 翻正反射消失 呼吸停止 1 号 2 号 3 号 【注意事项】 1、翻正反射；正常动物可以保持站立姿势，如将其推倒或呈背位仰卧，动物立即翻正过来， 这种反射称为翻正反射。中枢神经受到严重抑制，翻正反射消失。 2、中枢抑制所表现的动物蜷缩少动、闭目静卧、翻正反射消失和呼吸停止，分别代表药物 的镇静、催眠、麻醉和呼吸麻痹四个过程。 【思考题】药物的剂量和作用的关系对临床用药有何重要意义?
实验三给药途径对药物作用的影响 【目菊时药物作用的影响用克酸美失法 泻、利胆、降压和抗惊厥药，口服不易吸收，并使肠内容物渗透压升高，水 注射给药可使 Mo2+增加 动神经未梢释放递质乙酰胆碱，使骨酪肌 公弛。本实验观察不同给摇途径对硫酸镁作用性质 的影响。 【实验材料】 1、动物：小鼠2只。 2、药品：10%硫酸镁溶液 3、器材：小鼠灌胃器，大烧杯、普通天平、1mL注射器、烧杯。 、 ,标记， 家其正常情况呼吸活动及粪便 【结果整理及分析) 记录并比较两鼠所出现的反应，分析给药途径不同对药物的作用有何影 【注意事项】灌胃方法要正确， 一旦刺破食管或胃壁，药物进入胸腹腔，其作用与肌注相同， 使对照实验失败。 【思考题】同一药物相同剂量以不同给药途径为什么会出现不同的药物反应？ 实验四肝功能损伤对药物作用的影响 【实验目的】观察肝功能损伤对药物作用的影响 【实验器材】 1、药品：10%四氯化碳(CC1,)油溶液，0.4%硫喷妥钠溶液，苦味酸溶液。 2、器材：天平、1L注射器、鼠笼、组织剪。 3、动物：小白鼠4只，体重18-22g,雌雄各半。 【实验方法】在实验前24h先取小鼠2只，10%四氯化碳油溶液0.1ml/10g皮下注射， 造成肝损伤。实验时取给予四氯化碳的小鼠和正常小鼠各2只，称体重，以苦味酸溶液作 标记。并试其翻正反射是否存在。（将小白鼠仰卧试验台上，若能恢复正常体位，为翻正反 射存在，否则为翻正反射消失)。接着均腹腔注射0.4%硫喷妥钠0.2m1/10g,观察动物反 应。记录各鼠翻下发射消失时间和恢复时间。然后将小白鼠处死（用预推脱白法），视肝胖 观察形 并注意肝脏形态改变与麻醉作用维持时间的关系。 【实验结果】 组别动物编号 Q4%硫喷妥钠给药翻正反射翻正反射 麻醉维持解剖动物 (0.2l/10g)时间清失时间恢复时间时间(mi)肝脏改变 1 正常组 肝损害组 【注意事项】肝脏是药物代谢的主要器官，肝功能不全时以肝代谢为主的药物易发生蓄积 中毒。四氯化碳是 一种对肝细胞有严重毒性作用的化学物质，中毒动物常被作为中毒性肝炎 的动物模型。 1、本实验采用四氯化碳皮下注射，剂量要准确，量少达不到破坏肝脏的目的，量大易造成 动物死亡
实验三 给药途径对药物作用的影响 给药途径对药物作用的影响采用硫酸镁实验法 【目的和原理】 硫酸镁为导泻、利胆、降压和抗惊厥药，口服不易吸收，并使肠内容物渗透压升高，水 分吸收减少，肠容积增大，刺激肠蠕动而泻下。注射给药可使血中 Mg2+增加，Mg2+阻止运 动神经末梢释放递质乙酰胆碱，使骨骼肌松弛。本实验观察不同给摇途径对硫酸镁作用性质 的影响。 【实验材料】 1、动物：小鼠 2 只。 2、药品：10%硫酸镁溶液 3、器材：小鼠灌胃器，大烧杯、普通天平、1mL 注射器、烧杯。 【实验步骤】 1、取小鼠 2 只，标记，观察其正常情况(呼吸、活动及粪便)。 2、1 号鼠给 10%硫酸镁灌胃 0.15 mL/10g，2 号鼠给 10%硫酸镁肌注 0.15 mL/10g。 3、给药后观察并记录小鼠的情况（呼吸、活动及粪便），与给药前比较。 【结果整理及分析】 记录并比较两鼠所出现的反应，分析给药途径不同对药物的作用有何影响。 【注意事项】灌胃方法要正确，一旦刺破食管或胃壁，药物进入胸腹腔，其作用与肌注相同， 使对照实验失败。 【思考题】同一药物相同剂量以不同给药途径为什么会出现不同的药物反应？ 实验四 肝功能损伤对药物作用的影响 【实验目的】 观察肝功能损伤对药物作用的影响。 【实验器材】 1、药品：10％四氯化碳(CCl4)油溶液，0.4％硫喷妥钠溶液，苦味酸溶液。 2、器材：天平、1mL 注射器、鼠笼、组织剪。 3、动物：小白鼠 4 只，体重 18-22 g，雌雄各半。 【实验方法】 在实验前 24 h 先取小鼠 2 只，10％四氯化碳油溶液 0.1 ml/10g 皮下注射, 造成肝损伤。实验时取给予四氯化碳的小鼠和正常小鼠各 2 只，称体重，以苦味酸溶液作好 标记。并试其翻正反射是否存在。(将小白鼠仰卧试验台上，若能恢复正常体位，为翻正反 射存在，否则为翻正反射消失)。接着均腹腔注射 0.4％硫喷妥钠 0.2 ml/10g，观察动物反 应。记录各鼠翻正发射消失时间和恢复时间。然后将小白鼠处死(用颈椎脱臼法)，剖视肝脏 观察形态改变，并注意肝脏形态改变与麻醉作用维持时间的关系。 【实验结果】 组 别 动物编号 0.4％硫喷妥钠 （0.2mL/10g） 给药 时间 翻正反射 消失时间 翻正反射 恢复时间 麻醉维持 时间（min） 解剖动物 肝脏改变 正常组 1 2 肝损害组 1 2 【注意事项】 肝脏是药物代谢的主要器官，肝功能不全时以肝代谢为主的药物易发生蓄积 中毒。四氯化碳是一种对肝细胞有严重毒性作用的化学物质，中毒动物常被作为中毒性肝炎 的动物模型。 1、本实验采用四氯化碳皮下注射，剂量要准确，量少达不到破坏肝脏的目的，量大易造成 动物死亡
2、四氯化碳造成小鼠肝损伤模型，肉眼可见肝脏充血肿大，出现灰黄色点片状坏死。注意 与正常小恩对比。 、如果已下课，小白鼠仍未从麻醉状态转为清醒，其麻醉作用维持时间则记作大于多少分 【讨论】 1、该实验说明肝功能损害与药物作用有何关系？ 2、肝功能受损的病人临床上用药护理应注意什么问题？
2、 四氯化碳造成小鼠肝损伤模型，肉眼可见肝脏充血肿大，出现灰黄色点片状坏死。注意 与正常小鼠对比。 3、如果已下课，小白鼠仍未从麻醉状态转为清醒，其麻醉作用维持时间则记作大于多少分 钟。 【讨论】 1、该实验说明肝功能损害与药物作用有何关系？ 2、肝功能受损的病人临床上用药护理应注意什么问题？